Рассказы о биоэнергетике

Петрович Скулачев Владимир

Часть II. Биоэнергетические механизмы

 

 

Глава 1. Молекулярные электростанции

Биоэнергетические механизмы

 

Протонная АТФ-синтетаза

Одна из совершенно новых задач, поставленных теорией протонного потенциала, — это выяснение вопроса о том, как устроены белки — генераторы тока.

Такого типа белки играют ключевую роль в превращениях энергии мембранными системами клетки. Большинство из них представляют собой давно описанные ферменты: переносчики электронов по дыхательной и фотосинтетической цепям ферментов и мембранные АТФ-синтетазы. Хемиосмотическая гипотеза лишь выявила их биологическую функцию, ответив на вопрос, что происходит с энергией, выделяющейся при реакциях, катализируемых этими ферментами.

Биохимики, изучавшие такие ферменты задолго до Митчела, и не подозревали, что имеют дело с одним из самых поразительных изобретений живой природы — молекулярными электростанциями. После утверждения новой теории они с досадой обнаружили, что оказались в положении мольеровского героя, который не знал, что всю жизнь говорит прозой.

Однако сам факт, что ферменты дыхания, фотосинтеза, а также определенные АТФ-синтетазы играют роль генераторов тока, еще ничего не может сказать о механизме их действия. А ведь тут есть чему удивиться и над чем задуматься. По существу, перед нами действительно миниатюрные электростанции молекулярных размеров. Толщина мембраны, куда встроен белок-генератор, около 70 ангстрем, или 7 миллионных долей миллиметра. В мембрану вмонтирована молекула белка, причем сделано это таким образом, что противоположные концы белковой молекулы выходят на поверхность мембраны с двух разных сторон. Например, протонная АТФ-синтетаза состоит из двух частей: грибовидного выроста, который смотрит в воду внутрь митохондрий, и цилиндра, пронизывающего толщу мембраны. Основание цилиндра прикреплено к грибовидному выросту, а его верхняя часть вынесена на другую сторону мембраны, то есть в воду, находящуюся снаружи митохондрий.

Молекулярные электростанции

Грибовидный вырост протонной АТФ-синтетазы можно увидеть под электронным микроскопом, если обработать обрывки митохондриальных мембран веществом-контрастером, поглощающим электроны гораздо сильнее, чем это делают мембранный белок или липид. В этих условиях мембрана выглядит под электронным пучком светлой, а окружающее ее пространство — черным.

Чтобы получить изображение АТФ-синтетазы, нашей сотруднице Л. Бакеевой пришлось использовать практически предельное увеличение, которое позволяет дать электронный микроскоп (около одного миллиона раз). Полученный негатив был затем увеличен еще втрое при изготовлении позитива с электронно-микроскопического снимка. В итоге же изображение оказалось в 3 миллиона (!) раз крупнее действительной величины фотографируемого объекта. Уже одно это число красноречиво свидетельствует, сколь малые размеры выбрала живая природа, создавая биологический генератор тока. А ведь протонная АТФ-синтетаза отнюдь не самый маленький белок-генератор. Бактериородопсин в 20 раз мельче.

Грибовидные выросты на мембране митохондрий были впервые описаны в 1962 году американским микроскопистом X. Фенандес-Мораном. Д. Грин немедленно отреагировал на это открытие гипотезой о том, что в выростах локализуются дыхательные ферменты. Оснований для подобного предположения у него не было, и сейчас уже невозможно понять, что толкнуло автора на поспешную публикацию.

Э. Ракер и Б. Чане взялись проверить гипотезу Грина. Оказалось, что обработка фрагментов митохондрий мочевиной приводит к исчезновению «грибов». Чане измерил (на особом спектрофотометре собственного изобретения) поглощение света мембранами, обработанными мочевиной, и обнаружил в них полный набор дыхательных ферментов, благо все они окрашенные белки с характерными спектральными максимумами. Значит, гипотеза Грина не проходит.

Тогда Ракер решил посмотреть, как обстоит дело с ферментами фосфорилирования. Его логика была примерно такова: раз в «грибах» нет ферментов дыхания, то скорее всего должны быть ферменты фосфорилирования, поскольку эти две группы ферментов — самые массовые в митохондриях. То, что речь идет о каком-то массовом ферменте, было ясно уже из простого просмотра микрофотографий. «Грибов» на мембране такое количество, что между двумя соседними невозможно уместить третий.

В первых же опытах выяснилось, что мембраны, лишенные «грибов», не способны ни к фосфорилированию АДФ, ни к дефосфорилированию АТФ. Стало быть, действительно «грибы» — какая-то деталь фосфорилирующего механизма митохондрий. Но что же происходит с «грибами» под воздействием мочевины?

Известно, что мочевина нарушает многочисленные временные связи, возникающие внутри белков и между белками. Если «гриб» держится за мембрану за счет таких связей, есть шанс, что мочевина не разрушает «грибы», а просто отделяет их от мембраны. Тщательный просмотр микрофотографий убедил Ракера, что в растворе, где находились фрагменты митохондрий, после добавления мочевины появляются сферические частицы диаметром около 85 ангстрем. Центрифугирование всей этой смеси в течение часа при ускорении, в 100 тысяч раз превышающем силу земного тяготения, привело к ее разделению на осадок (в нем были фрагменты мембран) и надосадочную жидкость, содержавшую сферические частицы. Их удалось осадить добавлением соли.

Так в руках Ракера оказалась чистая фракция «грибов». Как показали последующие опыты, «грибы» с большой скоростью расщепляли АТФ до АДФ и фосфата. Более того, добавив «грибы» к обработанным мочевиной мембранам, ученый обнаружил, что на мембране вновь появились грибовидные выросты. При этом возвратилась способность к синтезу АТФ, сопряженному с дыханием.

Определение массы «гриба» показало, что она порядка 385 килодальтон, или в 385 тысяч раз больше массы атома водорода. «Гриб» оказался составленным из нескольких индивидуальных белков с массами от 10 до 55 килодальтон. Еще несколько белков с общей массой порядка 100 килодальтон было обнаружено в мембранной части протонной АТФ-синтетазы. Эти последние нужны для прикрепления «гриба» к мембране и переноса протонов через мембрану. Таким образом, суммарная масса одной молекулы митохондриальной АТФ-синтетазы оказалась чуть меньше 500 килодальтон.

Как же работает этот довольно сложный и внушительный по молекулярным масштабам агрегат?

Рассмотрим сначала реакцию, когда расщепление АТФ ведет к генерации протонного потенциала. Простой опыт показывает, что АТФ взаимодействует первоначально с «грибом», а не с мембранным сектором белкового генератора. Если к митохондриям добавить АТФ, то он не расщепится, пока не пройдет через мембрану и не окажется внутри митохондрии, куда обращены грибовидные выросты.

Ясно также, что гидролиз АТФ происходит в «грибах», поскольку белки мембранного сектора с АТФ не взаимодействуют. Зато они способны к переносу протонов. Эта их активность может быть продемонстрирована, так сказать, в чистом виде на мембранах, лишенных «грибов». Такие мембраны свободно пропускают ионы Н+, причем добавление «грибов» блокирует эту протонную проводимость. Можно нарушить проводимость другим путем — добавлением олигомицина. Кроме того, этот антибиотик прекращает как синтез, так и гидролиз АТФ в исходных мембранах, но не влияет на гидролиз АТФ «грибами», отделенными от мембраны.

По-видимому, мембранные белки АТФ-синтетазы образуют проводящий протоны канал, который связывает «гриб» с противоположной (наружной) стороной мембраны митохондрии. «Гриб», как пробка в графине, закрывает выход из канала на внутренней стороне мембраны. После удаления «гриба» канал становится сквозным, связывая между собой вне- и внутримитохондриальные пространства. Олигомицин нарушает работу канала.

Если «гриб» отделен от мембраны и свободно плавает в воде, то гидролиз АТФ не может привести к созданию протонного потенциала просто из-за отсутствия мембраны, разделяющей пространство на два изолированных отсека.

Если «гриб» прикреплен к мембране и состыкован с каналом, то гидролиз АТФ сопровождается переносом протонов из митохондрии наружу.

Проще всего этот процесс можно представить себе следующим образом. Внутри митохондрий АТФ связывается с «грибом», переносится куда-то в глубь мембраны и там расщепляется на анионы АДФ и фосфата (АДРО- и -ОР):

АДРОР + Н2O → АДРО- + -ОР + 2Н+, где АТФ обозначен как АДРОР.

Затем ионы Н+ выделяются в канал и выходят наружу, а АДРО- и -ОР переносятся внутрь митохондрии и там связывают протоны:

АДРО- + -ОР + 2Н+внутр. → АДРОН + НОР.

Процесс в целом описывается уравнением: АДРОР + 2Н2O + 2Н+внутр. → =АДРОН + НОР + 2Н+наружн.

Реакция гидролиза АТФ сопровождается выделением энергии. Поэтому сопряженный с ней перенос ионов Н+ изнутри митохондрий наружу получает возможность идти в энергетически невыгодном направлении, создавая внутри нехватку ионов Н+ и положительных зарядов. Эта нехватка должна возрастать по мере того, как все новые молекулы АТФ гидролизуются митохондрией.

Значит, чем дольше работает АТФазный генератор, тем труднее ему переносить ионы Н+ через мембрану. В конце концов генератор выключится вовсе. Это произойдет в момент, когда выигрыш в энергии от гидролиза уравняется с проигрышем в энергии, сопутствующим переносу ионов Н+ против электрического поля из отсека, где ионы Н+ в дефиците, в отсек, где они в избытке.

Если теперь включить какой-нибудь другой протонный генератор, откачивающий ионы Н+ из митохондрий, например, за счет энергии дыхания, то митохондриям окажется выгоднее впускать внутрь ионы Н+, синтезируя АТФ, чем выталкивать ионы, гидролизуя АТФ. Другими словами, итоговая реакция, приведенная выше, изменит направление и потечет справа налево. Гидролиз АТФ сменится его синтезом, то есть возникнет процесс дыхательного фосфорилирования.

Таковы общие черты устройства протонной АТФ-синтетазы. Однако существенные детали этого механизма все еще остаются неясными, затрудняя выбор между несколькими возможными схемами, призванными описать принцип его работы.

Один из ключевых вопросов — это как, каким способом АТФ, АДФ и фосфат переносятся из водной фазы митохондрии в гидрофобную фазу митохондриальной мембраны, чтобы попасть в сферу действия электрического поля?

АТФ, АДФ и фосфат — это весьма гидрофильные многозарядные анионы. Их сродство к воде очень велико, а к липиду — ничтожно. Чтобы помочь этим веществам перейти из воды внутрь мембраны, необходимо какое-то специальное приспособление. Что бы это могло быть?

Помня, каким скользким может быть путь аналогий, мы тем не менее рискнем обратиться к другой белковой системе, также присутствующей в митохондриальной мембране и имеющей дело с АТФ и АДФ. Я имею в виду так называемый АТФ/АДФ-антипортер.

М. Клингенбергом был получен в чистом виде и подробно исследован мембранный белок массой 30 кило-дальтон, способный обменивать содержащийся в митохондриях АТФ на внемитохондриальный АДФ (этот процесс обозначается термином «антипорт»). Выяснилось, что у антипортера есть два места связывания АТФ и АДФ. Белок закреплен в мембране таким образом, что эти два места обращены в воду по разные стороны мембраны. Если к белку на внутренней поверхности мембраны присоединяется АТФ, а на внешней — АДФ, то молекула белка поворачивается на 180 градусов или совершает какое-то более сложное движение, в результате которого участок белка с АТФ появляется снаружи митохондрии, а участок с АДФ - внутри.

Поворот в обратном направлении затрудняется электрическим полем, генерируемым на мембране митохондрий за счет дыхания. Дело в том, что АТФ несет на себе четыре отрицательных заряда, а АДФ — только три. Обмен наружного АТФ4- на внутренний АДФ3- означал бы перенос внутрь митохондрии отрицательного заряда против электрического поля. В то же время обратный процесс должен идти по полю, которое может быть движущей силой такого обмена.

Мой коллега И. Козлов выдвинул предположение, что та часть АТФ-синтетазы, которая имеет дело с АТФ, АДФ и фосфатом, устроена по принципу АТФ/АДФ-антипортера.

Предполагается, что в АТФ-синтетазе есть два места связывания субстратов реакции. Одно из них обращено в водное пространство внутри митохондрии, другое погружено в мембрану.

Согласно гипотезе при синтезе АТФ происходит антипорт АТФ4-/(АДФ3- + РО43-) между двумя местами связывания. Если рассчитать суммарный баланс переносимых при таком антипорте заряженных групп, то окажется, что из воды внутрь мембраны перенесены два отрицательных заряда. Электрическое поле, генерируемое на мембране дыхательными ферментами (минус внутри митохондрий), способствует антипорту АТФ4-/(АДФ3- + РО43-): поле должно удалять АТФ из внутримембранного места связывания, заменяя АТФ на АДФ и фосфат.

Приняв, что синтез АТФ из АДФ и фосфата происходит именно во внутримембранном месте связывания, мы можем объяснить, каким образом поле, создаваемое дыханием, смещает равновесие системы АДФ + фосфат ⇔ АТФ в сторону синтеза АТФ. Поле как бы концентрирует АДФ и фосфат в каталитическом центре АТФ-синтетазы и откачивает оттуда образующийся продукт (АТФ).

Другой «приводной ремень» этого механизма — транспорт протонов.

Предполагается, что 2Н+, фигурирующие в левой части уравнения, поступают в каталитический центр АТФ-синтетазы из водной среды, окружающей митохондрию. Транспорт протонов происходит по полю (в сторону заряженного отрицательного внутреннего объема митохондрии). Тем самым одна и та же сила: разность электрических потенциалов - способствует тому, что к каталитическому центру АТФ-синтетазы с одной стороны мембраны устремляются АДФ и фосфат, а с другой стороны — ионы Н+.

Эта схема непротиворечиво объясняет всю совокупность сведений об АТФ-синтетазе, однако было бы ошибкой считать ее доказанной. Пока она лишь рабочая гипотеза, иллюстрирующая, как мог бы работать один из важнейших мембранных преобразователей энергии.

 

Цитохромоксидаза

Протонный потенциал, приводящий в движение механизм синтеза АТФ, генерируется ферментами дыхания. Среди них наиболее изучена цитохромоксидаза, последний фермент дыхательной цепи. Цитохромоксидаза катализирует окисление восстановленного цитохрома с кислородом. При этом ион двухвалентного железа (Fe2+), входящий в состав цитохрома с, теряет электрон и превращается в ион трехвалентного железа (Fe3+). Ионы Н+, необходимые для образования воды, черпаются из внутреннего объема митохондрии:

4Fe2 + O2 + 4Н+внутр. → 4Fe2+ + 2Н2О.

Окисленный цитохром с восстанавливается вновь посредством предшествующего компонента дыхательной цепи - производного хинона (он называется убихинол, сокращенно QH2). Процесс происходит таким образом, что ионы Н+, выделяющиеся при этой реакции, остаются снаружи митохондрии:

2QH2 + 4F3+ → 2Q + 4Fе2+ + 4Н+наружн.,

где Q — окисленная форма убихинола, называемая убихиноном. Суммарная реакция окисления убихинола кислородом может быть записана так:

2QH2 + O2 + 4Н+внутр. → 2Q + 2Н2О + 4Н+наружн.

Регенерация QH2 из Q осуществляется в конечном итоге за счет атомов водорода, отщепляемого от карбоновых кислот в цикле Кребса.

Итак, один акт восстановления молекулы кислорода до воды, катализируемый цитохромоксидазой, приводит к выделению четырех ионов Н+ по внешнюю сторону митохондриальной мембраны и к поглощению четырех Н+ по внутреннюю ее сторону.

В простейшем варианте цитохромоксидазного механизма, предложенном в свое время Митчелом, разделение зарядов этим ферментом обусловлено тем, что окисление убихинола происходит на внешней поверхности мембраны, после чего электроны переносятся через мембрану и восстанавливают кислород на противоположной, внутренней, поверхности мембраны. Однако впоследствии молодым финским биоэнергетиком М. Викстремом были поставлены опыты, показавшие, что механизм может быть более сложным. По Викстрему, потребление молекулы кислорода цитохромоксидазой сопровождается выделением не четырех, а восьми ионов водорода снаружи митохондрий.

Цитохромоксидаза

Внешне опыт Викстрема выглядел весьма просто. К митохондриям добавляли восстановленный цитохром и измеряли кислотность среды. Оказалось, что среда закисляется, то есть митохондрии выделяют ионы Н+. Закисление исчезает, если создать бескислородные условия или отравить цитохромоксидазу цианидом.

Такой результат не объяснялся схемой цитохромоксидазы, рассмотренной Митчелом. Ведь цитохром с — донор электронов, окисление его железа (Fe2+) само по себе не может приводить к выделению ионов Н+. Чтобы свести концы с концами, Викстрем предположил, что цитохромоксидаза переносит через мембрану не только электроны, но и протоны, причем потоки этих заряженных частиц направлены в разные стороны: электроны движутся внутрь, а протоны — наружу.

У Митчела цитохромоксидаза играет давно известную для нее роль окислительного фермента — переносчика электронов с той лишь особенностью, что электроны переносятся поперек мембраны.

У Викстрема цитохромоксидаза выполняет сверх того еще и совсем другую функцию, действуя как протонный насос.

Митчел немедленно атаковал Викстрема, увидев в новой схеме ревизию своего механизма, который казался ему таким естественным.

Действительно, генерация протонного потенциала Митчеловой цитохромоксидазой есть прямое следствие химизма этого процесса. Если окисление убихинола и восстановление кислорода происходят по разные стороны мембраны, а цитохромоксидаза связывает эти две реакции, перенося через мембрану электроны, то прямым и неизбежным следствием такого процесса окажется накопление ионов Н+ снаружи митохондрий и их потребление внутри. Никакого специального устройства для генерации потенциала здесь не требуется. Достаточно уложить цитохромоксидазу поперек мембраны, как этот известный биохимикам уже 70 лет фермент автоматически становится генератором протонного потенциала.

С момента первой публикации хемиосмотической гипотезы Митчел и его сторонники всегда приводили цитохромоксидазу как наиболее наглядный пример фермента-генератора. И вот теперь, когда гипотеза Митчела в целом уже доказана, вдруг появляется вихрастый молодой парень из Хельсинки и заявляет в глаза основателю мембранной биоэнергетики:

— Ваш взгляд слишком упрощен. Цитохромоксидаза не только фермент, но и протонный насос!

Сначала Митчел третировал данные Викстрема как примитивный артефакт.

— Выделение протонов при окислении цитохрома с, — говорил он, — обусловлено взаимодействием продукта реакции с мембраной митохондрий.

В ответ на это возражение Викстрем заменил цитохром с искусственным донором электронов — ферроцианидом, который с мембраной не взаимодействует. Выделение Н+ сохранилось.

Тогда Митчел указал на другую возможность: не происходит ли в системе Викстрема окисление убихинола?

Викстрем возразил, что он обрабатывал митохондрии целым коктейлем ядов, которые должны были перекрыть все подходы к убихинолу. Чтобы окончательно отбросить возражение оппонента, Викстрем поставил опыты на цитохромоксидазных протеолипосомах, где убихинола вовсе не было. И вновь наблюдалось выделение ионов водорода. Правда, оно было меньше, чем в митохондриях, но уменьшение можно было легко объяснить разницей в размере митохондрий и протеолипосом (последние гораздо мельче).

- Что толку в объяснении? Эффект мал. Почему я должен в него верить? — высокомерно возразил Митчел.

Чтобы решить спор, я предложил Викстрему попытаться сделать большие протеолипосомы. Этот совет не вызвал у него энтузиазма.

- Большие протеолипосомы, конечно, лучше маленьких, но как их сделать большими?

Викстрему так и не удалось увеличить размер протеолипосом. Но совсем недавно эту проблему решил мелсиканец М. Монтал. Он приготовил цитохромоксидазные протеолипосомы диаметром в десять раз больше митохондрий. Теперь дело за Викстремом: если он прав, должно быть массированное выделение водородных ионов при окислении ферроцианида в протеолипосоодах-гигантах.

Ожесточенная дискуссия между Митчелом и Викстремом, не прекращающаяся и по сей день, последние несколько лет заметно оживляла обстановку на собраниях биоэнергетиков.

Совсем недавно наметилась неожиданная возможность почетного для обеих сторон разрешения затянувшегося спора. У одного из видов бактерий обнаружили необычную цитохромоксидазу, состоящую всего из двух белковых цепей (у митохондриального фермента их семь). По предварительным данным Г. Шаца из Швейцарии, эта «простая» цитохромоксидаза не закисляет среду при добавлении ферроцианида, хотя и образует протонный потенциал. Возможно, что этот фермент работает по Митчелу, а цитохромоксидаза митохондрий — но Викстрему. Можно предположить, например, что пять «лишних» белков митохондриальной цитохромоксидазы образуют протонные каналы, в то время как два белка, общих с ферментом из бактерии, отвечают за реакцию переноса электронов.

В этой связи надо указать на один момент, связанный с эффективностью цитохромоксидазного генератора. Схема Митчела при всей своей простоте страдает одним недостатком: КПД Митчеловой цитохромоксидазы менее 50 процентов. Механизм Викстрема сложнее, но зато почти вся энергия, выделяющаяся при окислительной реакции, используется для создания протонного потенциала.

Не исключено, что эволюция этой системы шла в направлении «от Митчела к Викстрему». Тогда бактерии с «простой» цитохромоксидазой используют примитивный (но, может быть, более устойчивый) механизм, а митохондрии — более сложную и совершенную систему.

Для окончательного решения этой проблемы необходимы детальные сведения об устройстве двух типов цитохромоксидаз.

Кое-что нам известно уже сегодня. Показано, что оба фермента содержат по два атома железа и по два атома меди, причем железо входит в состав тема, плоского органического макроцикла, подобного тому, что найден в гемоглобине крови. Именно атомы металлов участвуют в переносе электронов цитохромоксидазами. Для пяти из семи белков митохондриального фермента выяснена первичная структура, то есть последовательность аминокислот, составляющих белковую цепь. Для фермента из бактерий эта работа еще не начата.

Выяснена примерная топография фермента митохондрий (но не бактерий): показано, что некоторые из белков смотрят наружу митохондрий, другие внутрь, а третьи пронизывают мембрану насквозь. В целом цитохромоксидаза имеет вид буквы Y, причем «ножка» довольно сильно высунута из мембраны на внешней ее стороне, а кончики «рогов» чуть выдаются в воду с противоположной, внутренней стороны мембраны. К «ножке» лепится небольшой белок цитохром с.

Пространственная структура бактериального фермента неизвестна.

Ни для того, ни для другого фермента неясен путь электрона. Известно лишь, что электрон поставляется цитохромом с (Fe2+) на внешней поверхности мембраны. Затем он передается, как по эстафете, от одного атома железа или меди к другому вплоть до кислорода. Мы не знаем ни точной локализации атомов железа и меди в мембране, ни того места, где происходит восстановление кислорода. Загадкой остается и путь протонов, необходимых для образования воды при восстановлении кислорода.

Эта последняя проблема была исследована нашим сотрудником А. Константиновым. Он поставил ряд остроумных опытов, призванных ответить на' вопрос, изменяется ли характер взаимодействия цитохромоксидазы с протонами при появлении электрического поля на мембране митохондрий. Не вдаваясь в детали экспериментов, скажу лишь, что влияние поля было обнаружено. Оно оказалось таким, как если бы ионы Н+ транспортировались из внутреннего пространства митохондрий в толщу мембраны на некую глубину. По-видимому, именно там, в глубине мембраны, и происходит передача протонов на молекулу кислорода, получившую электроны от цитохромоксидазы.

Вот, пожалуй, и все то существенное, что можно сказать об устройстве цитохромоксидазного генератора. Как видно, ситуация здесь не многим отличается от той, в которой находятся исследования по АТФ-синтетазе: мы все еще далеки от создания точного чертежа этих загадочных преобразователей энергии.

 

Хлорофилльные генераторы

Цитохромоксидаза — пример фермента, генерирующего протонный потенциал за счет энергии, которая освобождается при окислительной реакции. Аналогичный механизм участвует также в преобразовании энергии при фотосинтезе.

Раньше под фотосинтезом понимали процесс образования сахара из углекислоты и воды с использованием энергии света. Однако развитие исследований в этой области за последние тридцать лет заставляет видоизменить такое определение фотосинтеза.

В начале 50-х годов было открыто фотофосфорилирование — синтез АТФ за счет энергии света в хлоропластах. Энергия АТФ у растений, как и у любых других живых организмов, может использоваться не только для синтеза углеводов, но также и для многих других целей.

Затем выяснилось, что усвоение света бактериями может протекать вообще без синтеза Сахаров, ограничиваясь образованием АТФ.

А в самое последнее время были описаны мутантные формы фотосинтезирующих бактерий, не образующих ни сахар, ни АТФ. В этом случае превращение энергии света обрывалось на стадии генерации протонного потенциала, который уже не мог использоваться для синтеза АТФ. Это не значит, однако, что протонный потенциал, а стало быть, и свет вовсе бесполезны для такой бактерии: они могли бы поддерживать транспорт веществ через мембрану, вращение жгутиков и другие потребляющие энергию протонного потенциала процессы.

Учитывая новейшие открытия биоэнергетиков, под фотосинтезом надо понимать не только синтез Сахаров, но также и любое другое использование энергии света для целей энергообеспечения живой клетки.

Универсальным биологическим преобразователем световой энергии служит фотогенератор протонного потенциала. Во всех известных сегодня случаях, кроме галофильных бактерий, фотогенератор улавливает свет молекулой пигмента хлорофилла (галофильные бактерии для этой цели используют ретиналь).

Хлорофилл — аналог тема, где вместо железа стоит атом магния. Хлорофилл всегда связан с особым мембранным белком. Хлорофилл-белковый комплекс составляет главный узел фотогенератора.

Более тридцати лет назад наш известный биохимик А. Красновский открыл важнейшее свойство хлорофилла — способность присоединять и отдавать электрон под действием света. Именно эти процессы, названные реакциями Красновского, как оказалось, лежат в основе работы белковых фотогенераторов, содержащих хлорофилл.

Рассмотрим одно из таких устройств — бактериальный хлорофилл-белковый комплекс. Это довольно сложный агрегат, состоящий из трех белковых цепей, четырех молекул хлорофилла, двух молекул феофитина (феофитин во всем подобен хлорофиллу, кроме одного — в нем нет магния). Сверх того, комплекс содержит убихинон, связанный с белком через атом железа.

Поглощение кванта света одной из молекул хлорофилла приводит к его немедленному окислению. При этом хлорофилл теряет один электрон, который присоединяется к другим компонентам комплекса: сначала к феофитину, находящемуся в непосредственной близости от хлорофилла, а затем к убихинону.

На этом завершается процесс разделения зарядов в комплексе: хлорофилл приобретает положительный заряд, возникший из-за потери электрона, в то время как убихинон, присоединивший этот электрон, заряжается отрицательно. Оба этапа процесса переноса электрона протекают чрезвычайно быстро: первый занимает менее 10-11 секунды, второй — порядка 10-10 секунды. Следующие этапы процесса — перенос электронов на свободный (не связанный с железом) убихинон и восстановление хлорофилла цитохромом с. На это уходит 10-55—10-3 секунды..

Присоединив два электрона, убихинон связывает также и два протона, превращаясь в убихинол. Протоны (ионы Н+) черпаются из цитоплазмы, поскольку восстановление убихинона происходит вблизи той поверхности бактериальной мембраны, которая обращена внутрь клетки. Убихинол диффундирует на другую, внешнюю сторону мембраны и отдает электроны окисленному ранее цитохрому с. Окисление убихинола приводит к освобождению ионов Н+ снаружи клетки.

В результате на каждый квант поглощенного света через мембрану переносится один ион Н+. Расчет показал, что КПД такой системы невысок — около 20 процентов. Однако бактериальная клетка располагает и другим, более сложным механизмом, когда на один квант переносится два водородных иона. Это сравнительно медленный процесс, включающий ряд промежуточных стадий с участием убихинона и цитохромов. Как предполагает В. Самуилов, два режима: быстрый, но менее эффективный и медленный, но экономичный — могут попеременно включаться в зависимости от условий существования бактериальной клетки.

До сих пор мы вели речь о фотосинтезе у бактерий. Давайте обратимся к аналогичному процессу в зеленых растениях. По существу, растительный фотосинтез есть усложненный вариант бактериального. Начальные стадии двух этих процессов совпадают: поглощение светового кванта хлорофиллом, фотоокисление хлорофилла (реакция Красновского), затем восстановление пластохинона (аналога убихинона) и его окисление цитохромом.

Пока что идет все как у бактерий. Но уже следующая стадия оказывается иной. Вместо возвращения электрона с цитохрома на окисленный ранее хлорофилл происходят два совсем других процесса.

Один из них — расщепление молекулы воды на кислород, ионы Н+ и электроны. Именно этими электронами и восстанавливается окисленный пластохиноном хлорофилл. Что же касается цитохрома, то его электроны переносятся на другую молекулу хлорофилла, которая, так же как и первая, предварительно поглотила квант света и окислилась в реакции Красновского. Электрон, отнятый от хлорофилла при поглощении этого, уже второго по счету, кванта, переносится к углекислоте длинной цепочкой ферментов, участвующих в синтезе углеводов. В конечном итоге поглощение двух квантов света двумя разными хлорофиллами вызывает перенос одного электрона от воды к углекислоте.

Не менее существен и другой результат — перенос двух ионов Н+ через мембрану хлоропласта, в которой локализованы хлорофилл-белковые комплексы фотосинтетического аппарата. Механизм этого процесса генерации протонного потенциала еще ждет своих первооткрывателей.

Если сравнить системы, использующие свет у бактерий и растений, можно убедиться, что протонный потенциал — единственный первичный продукт циклической фотосистемы бактериального типа, в то время как нециклический фотосинтез растений не только генерирует протонный потенциал, но и служит поставщиком электронов. Эти электроны отнимаются от воды и используются при синтезе Сахаров, из которых затем образуется крахмал. Тем самым фотосинтез растений выполняет функцию, противоположную той, которая присуща процессу дыхания: при фотосинтезе расщепляется вода, а образуются кислород и органические вещества. При дыхании органические вещества окисляются кислородом с образованием воды.

Накопив крахмал в течение дня, растительная клетка окисляет его ночью. В результате усвоенная клеткой энергия Солнца может использоваться круглые сутки. Это несомненное преимущество растения перед бактерией-фотосинтетиком, неспособной к расщеплению воды и синтезу крахмала.

 

Фотосинтез без хлорофилла

Биофизик Ю. Владимиров рассказал мне однажды, что лет двадцать назад академик А. Красновский спросил как-то своих учеников:

— Какой самый простой признак фотосинтеза?

— Присутствие хлорофилла, — дружно ответили его молодые коллеги.

Догма о хлорофилле как непременном участнике и главном действующем лице фотосинтеза продержалась в биологии ровно 60 лет: с момента открытия хлорофилла Р. Вильштеттером в 1913 году вплоть до 1973 года, когда были опубликованы результаты первых опытов Д. Остерхельта и У. Стокениуса о необычной энергетической системе одного из видов солелюбивых бактерий.

Фотосинтез без хлорофила

Как показали эти авторы, галофильная, то есть солелюбивая, бактерия Halobacterium halobium, живущая в насыщенном растворе хлористого натрия, закисляет среду при освещении, подобно тому как это делают фотосинтезирующие бактерии. Добавление разобщителя-протонофора полностью предотвращает закисление. Этот факт указывал на генерацию протонного потенциала.

Еще один вид бактерии-фогосинтетика? Допустим. Но есть ли у этого галофила хлорофилл?

Оказалось, что нет! Свет, вызывающий закисление среды, поглощался особым белком, похожим вовсе не на хлорофилл-белковые комплексы фотосинтезирующих бактерий и растений, а на зрительный пурпур, или родопсин, — белок, содержащийся в сетчатке глаза. Сходство пигмента солелюбивой бактерии и родопсина прежде всего в том, что и тот и другой представляют собой мембранные белки, окраска которых обусловлена остатком ретиналя (производного витамина А), присоединенного альдиминной связью к одной из аминокислот белковой цепи (к лизину).

Из-за сходства двух белков Остерхельт и Стокениус назвали свой пигмент бактериородопсином.

Открытию бактериородопсина суждено было сыграть совершенно особую роль в развитии биоэнергетики. Последовавшие затем события были столь значительными, что ниспровержение догмы о хлорофилле как обязательном участнике фотосинтеза (что само по себе, конечно, далеко не рядовое наблюдение) как-то отодвинулось на второй план.

Действительно, отсутствие хлорофилла у галобактерий — это исключение из правила, пусть первое, но все же исключение. Куда важнее, что бактериородопсин оказался примером совершенно нового типа генераторов протонного потенциала, простейшим в ряду подобных устройств и поразительно удобным для исследования.

Именно с бактериородопсином удалось поставить опыты, окончательно доказавшие справедливость хемиосмотической гипотезы Митчела (об этом мы уже рассказали в первой части книги). Более того, изучая бактериородопсин, мы проникли глубже в тайну механизма протонных генераторов. Вот почему этот небольшой белок необычных бактерий, занявших в общем-то не слишком важную экологическую нишу в биосфере, вот уже десять лет приковывает к себе внимание биоэнергетиков всего мира.

Чем же так замечателен бактериородопсин?

Прежде всего своей простотой. Такие протонные генераторы, как АТФ-синтетаза, цитохромоксидаза, хлорофилл-белковые комплексы, составлены из нескольких белковых цепей. Их молекулярная масса колеблется от 120 до 500 килодальтон. По существу, это сложные надмолекулярные агрегаты. Они столь велики, что не умещаются в мембране, далеко выдаваясь из нее в омывающую водную среду. В этой среде, а также в самой мембране есть множество других белков, причем некоторые из них образуют комплексы с белками-генераторами (связаны с ними в общих цепях и системах химических реакций или просто на правах ближайших соседей).

Бактериородопсин — это одна-единственная белковая цепь массой всего в 27 килодальтон. В мембране он занимает обширные участки, где нет других белков, а значит, и нет проблемы докучливых соседей, которые могут сопутствовать белку-генератору при его очистке. Да и сама процедура очистки до смешного проста: достаточно перенести галобактерии в воду из привычного для них насыщенного раствора поваренной соли, как связи между мембранными компонентами нарушаются и все содержимое клетки переходит в воду.

Все, кроме бактериородопсина. Области мембраны, занятые этим белком (так называемые фиолетовые бляшки), в воде не разрушаются из-за прочной кристаллической упаковки молекул бактериородопсина. Дело в том, что фиолетовая бляшка — это двумерный белковый кристалл, где молекулы бактериородопсина объединены в триады, а триады — в правильные шестиугольники.

Бляшки намного крупнее всех прочих компонентов смеси, которая на лабораторном жаргоне носит неблагозвучное название «шокат» (от слова «шок»; обработка клеток водой, ведущая к разрыву их оболочек, определяемая как осмотический шок). Достаточно отцентрифугировать эту смесь и промыть, как в ваших руках оказывается паста необычного фиолетового цвета, Определение химического состава пасты показывает, что она состоит на 7.5 процентов из бактериородопсина и на 25 — из фосфолипидов, заполняющих промежутки между молекулами этого белка. Других белков в пасте не обнаруживается, так что описанная выше нехитрая процедура дает 100-процентную очистку бактериородопсина от белковых примесей.

Те, кто сталкивался с необходимостью получить чистый фермент, могут оценить все преимущества работы с бактериородопсином. Почти всегда очистка фермента — это многостадийный процесс, каждый этап которого был когда-то подобран эмпирически методом проб и ошибок. По ходу очистки фермент может инактивироваться или изменить свои исходные свойства. Удаление примесных веществ часто далеко не безразлично для мембранного фермента, теряющего тем самым своих привычных партнеров по мембране. Все эти и подобные им проблемы просто не возникают, если вы имеете дело с бактериородопсином.

В довершение всего этот белок, как мы уже отмечали в одной из предыдущих глав, отличается чрезвычайной устойчивостью к повреждающим воздействиям: высокой температуре, кислотам, щелочам, фотоокислению и химическим окисляющим агентам. В холодильнике он может храниться годами без потери биологической активности.

Столь же стабильны фосфолипиды фиолетовых бляшек. Это простые эфиры фосфоглицерина и насыщенных жирных кислот с ветвящимися углеводородными цепями. Они гораздо устойчивей фосфолипидов обычных биологических мебран, содержащих лабильные (неустойчивые) сложноэфирные связи и какое-то количество ненасыщенных жирных кислот, подверженных перекисному окислению.

Стабильность бактериородопсина и его липидных партнеров обусловлена средой обитания бактерий: мало того, что Halobacterium halobium живет в насыщенной солевой смеси (соль в таких концентрациях противопоказана обычным формам жизни), так этот микроб еще к тому же и термофил, то есть любитель тепла. Засоленные озера в пустынях, выжженных тропическим зноем, — вот естественная среда обитания бактерий, содержащих бактериородопсин. Так стоит ли удивляться, что этот белок — одно из самых стабильных веществ белковой природы?

Одного не выносит бактериородопсин — удаления липида. Лишенный липидного компонента, бактериородопсин обратимо денатурирует - свойство, простительное мембранному белку, всегда окруженному жироподобными веществами мембраны. Но и здесь, в этом своем единственном требовании, бактериородопсин совсем не привередлив: можно заменить природный фосфолипид фиолетовых бляшек любым другим, и бактериородопсиновый генератор будет работать как ни в чем небывало.

Итак, бактериородопсин — самый простой и удобный для исследования биологический преобразователь энергии. Давайте же посмотрим, как он устроен. Может быть, хоть здесь мы отдохнем от множества неизвестных, сопутствовавших нам, когда мы вели речь об АТФ-синтетазе и других уже рассмотренных в этой книге генераторах протонного тока.

Но не спешите и не обольщайтесь до срока, читатель. Слов нет, бактериородопсин прост. Он состоит из ретиналя и полипептидной цепи умеренной длины. Белковая часть бактериородопсина построена из 248 аминокислотных остатков, образующих линейную последовательность. 19 типов различных аминокислот набраны в строго определенном, уникальном порядке, характерном только для бактериородопсина. Полученная таким образом цепь уложена неким, опять-таки единственным в своем роде способом в мембране бактерии.

Чтобы точно ответить на вопрос, как устроен бактериородопсин, мы должны знать пространственные координаты всех составляющих его атомов (а их около 4 тысяч!). Эта сложнейшая задача уже решена для ряда белков.

Работа такого рода складывается из нескольких этапов. Прежде всего определяют последовательность аминокислот в полипептидной цепи белка, отщепляя одну за другой составляющие цепь аминокислоты (для бактериородопсина с его 248 аминокислотами надо было бы произвести 247 таких операций).

Следующая проблема — как упакована полипептидная цепь? Она никогда не бывает вытянутой в нитку. Цепь образует петли, клубки, закручивается в спираль. Эту трехмерную пространственную организацию белковой молекулы исследуют путем рентгеноструктурного анализа. Кристаллы белка облучают пучком рентгеновских лучей и по отклонению рентгеновских лучей вблизи ядра того или иного атома определяют, в каком месте кристалла он расположен. Затем полученные результаты сопоставляют с данными по аминокислотной последовательности и строят модель молекулы белка.

Бактериородопсину суждено было стать первым мембранным белком, чью структуру удалось выяснить хотя бы в общих чертах. На этом пути пришлось преодолеть немалые трудности, поскольку все предшествующие исследования велись на водорастворимых белках, и именно для таких белков были разработаны методы определения аминокислотной последовательности и рентгеноструктурного анализа.

Чтобы расшифровать последовательность аминокислот в белке такого размера, как бактериородопсин, исходную полипептидную цепь расщепляют каким-либо способом в нескольких местах на куски и анализируют каждый из полученных фрагментов. Затем вновь обращаются к исходной цепи и расщепляют ее на куски, но уже другим способом. Вновь анализируют фрагменты цепи.

В такой работе вся надежда на то, что при первом и втором расщеплениях места разрывов цепи окажутся различными. Тогда место разрыва при первом расщеплении может оказаться в середине фрагмента, полученного при втором расщеплении, что позволит мысленно состыковать фрагменты и получить полную картину аминокислотной последовательности исходной цепи.

Два обстоятельства осложнили на первых порах работу, когда академик Ю. Овчинников и его коллеги взялись за расшифровку структуры бактериородопсина. Во-первых, белок, спрятанный в мембрану, очень устойчив к действию обычных протеолитических ферментов, применяемых для фрагментации полипептидных цепей. (Здесь стабильность бактериородопсина, пожалуй, в первый и последний раз обернулась против его исследователей.) Во-вторых, полученные в конце концов фрагменты прочно склеивались между собой (белок-то необычный — «жирный»: ведь место его прописки в клетке — гидрофобная мембрана).

Преодолев эти затруднения, химики оказались перед еще более сложной задачей: весьма протяженные участки цепи составлены, как выяснилось, из сходных или даже одинаковых гидрофобных аминокислот. Для дальнейшего анализа таких участков обычные методы не годились.

Исследование структуры белка — трудное и нескорое дело, особенно если речь идет о необычном объекте вроде бактериородопсина. Работу ведут в течение многих месяцев, а иногда и лет, и нет уверенности, что даже в случае удачи вам достанутся лавры первооткрывателя. Более счастливый конкурент может «обскакать» вас на самом финише работы и первым обнародовать аминокислотную последовательность. Тогда ваши результаты вряд ли примет к публикации серьезный научный журнал и долгий труд окажется напрасным.

Можно, конечно, публиковать аминокислотную последовательность белка по частям, по мере того как завершается расшифровка какого-нибудь крупного фрагмента белковой молекулы. Но и это далеко не безопасный путь, если вас волнует проблема приоритета, так как подобная публикация поможет вашему конкуренту, который уже расшифровал другие звенья цепи.

И тем не менее Ю. Овчинников пошел на публикацию частичной структуры бактериородопсина. Она появилась в одном из летних номеров «Записок Федерации европейских биохимических обществ» (ФЕБС Леттерз) за 1978 год. Ученый знал, что аналогичную работу ведет группа в Сент-Луисе, но, судя по поступающим оттуда сведениям, американцы явно отстали и уже не имели реальных шансов на успех.

Осенью 1978 года работа в Москве была закончена. Полная структура бактериородопсина опубликована в ноябрьском номере «Биоорганической химии» за 1978 год. А в январском номере «Трудов Академии наук США» за 1979 год появилось сообщение о частичной структуре бактериородопсина за подписью одного из самых знаменитых биохимиков нашего времени, индуса Г. Кораны, работающего в Америке. В свое время Корана был первым, кому удалось искусственно синтезировать ген, за что и получил Нобелевскую премию.

Мы давно знали, что Корана в какой-то мере изменил своим прежним интересам, увлекшись тайной устройств мембранных белков-генераторов. Но что делал Корана в новой для себя области, оставалось загадкой. Считалось, что он пытается применить свои выдающиеся способности химика-синтетика к проблеме получения меченных особым способом фосфолипидов, которыми можно было бы зондировать мембрану, погружая молекулы-зонды в ее гидрофобную фазу на разную глубину. Именно этому вопросу была посвящена единственная статья Кораны по мембранам, появившаяся в 1978 году.

И вот теперь неожиданно оказалось, что работа по фосфолипидам — лишь небольшой и явно второстепенный аспект обширной бактериородопсиновой программы Кораны, в которой изучение белка занимает подобающее ему центральное место. Исследование структуры бактериородопсина Корана вел в полной тайне, без каких-либо устных или тем более печатных сообщений о промежуточных этапах расшифровки полипептида. Уверовав в свою счастливую звезду, он рассчитывал, по-видимому, «выиграть гонку у русских», которые в его предшествующей эпопее с синтезом гена не числились среди серьезных конкурентов.

Но на этот раз великий индус ошибся в своей тактике и проиграл. Вероятно, публикация частичной структуры бактериородопсина была жестом отчаяния, вызванным сообщением, что полная структура этого интереснейшего белка уже опубликована в советском журнале. Может быть также, здесь не обошлось без мысли о том, что статья на русском языке останется не замеченной западной публикой. Но и этот расчет не оправдался. Имя Овчинникова слишком хорошо известно за рубежом, чтобы подписанная им статья не привлекла внимания специалистов. Кроме того, уже весной 1979 года Ю. Овчинников, Н. Абдулаев, А. Киселев, М. Фейгина, Н. Лобанов и И. Назимов опубликовали полную аминокислотную последовательность бактериородопсина по-английски а ФЕБС Леттерз.

Корана все же завершил начатую работу и напечатал свою структуру спустя примерно год после статьи советских авторов в «Биоорганической химии». Данные двух лабораторий практически совпадали на протяжении всей 248-членной цепи. Лишь в нескольких местах обнаружились единичные различия, связанные, по-видимому, с тем, что советские и американские биохимики работали с различными разновидностями бактерий.

Так закончился важнейший этап структурного исследования бактериородопсина: была расшифрована последовательность аминокислот в его полипептидной цепи.

Но какова укладка этой цепи в мембране? На этот вопрос мог бы дать ответ рентгеноструктурный анализ кристаллов бактериородопсина. Однако получение кристаллов мембранного белка, совершенно нерастворимого в воде, — это пока что нерешенная задача. (Лишь в самое последнее время Д. Остерхельт сообщил о кристаллизации бактериородопсина, но еще не ясно, будут ли такие кристаллы пригодны для анализа.)

Правда, в мембране бактериородопсин существует в кристаллическом состоянии. Но это двумерный плоский кристалл. Толщина образца (около 50 ангстрем) здесь слишком мала, чтобы стало возможным применение классического рентгеноструктурного анализа. И тем не менее именно изучение природных двумерных кристаллов бактериородопсина позволило получить сведения о его пространственной структуре.

Р. Хендерсон в Кембридже, комбинируя электронную микроскопию с математическим анализом, определил трехмерную структуру бактериородопсина в фиолетовых бляшках — фрагментах бактериальной мембраны, содержащих этот белок. Выяснилось, что полипептидная цепь бактериородопсина семь раз пересекает мембрану. Она образует семь спиральных участков, причем длина каждого из них равна толщине мембраны. Каждый из таких участков формирует колонну, укрепленную перпендикулярно плоскости мембраны и пронизывающую всю ее толщу.

Хендерсон описал структуру бактериородопсина с точностью до 7 ангстрем. Этого недостаточно, чтобы определить пространственные координаты отдельных атомов. Однако общий контур молекулы и расположение отдельных ее частей уже могли быть описаны вполне надежно, И вновь, как и при расшифровке аминокислотной последовательности, бактериородопсин оказался первым мембранным белком, трехмерная структура которого была в общих чертах выяснена.

Сопоставив данные по трехмерной структуре и последовательности аминокислот, Овчинников предложил модель бактериородопсина, где полипептидная цепь образует семь спиральных колонн, причем можно определить примерное расположение каждой из 248 аминокислот этой цепи в пространстве. Такой анализ позволил, в частности, локализовать остаток ретиналя — окрашенную группировку, поглощающую свет. Выяснилось, что ретиналь прикреплен к аминогруппе лизина — аминокислоты, расположенной на 216-м месте, считая от одного из концов полипептидной цепи. 216-й лизин находится в глубине мембраны, точнее, в седьмой спиральной колонне на расстоянии примерно 1/5 пути от наружной поверхности мембраны к ее внутренней стороне.

Таковы сведения о строении молекулы бактериородопсина. Как видно, уровень наших знаний хотя и не достиг здесь еще атомного разрешения, но уже достаточен для того, чтобы приступить к созданию «рабочего чертежа» этого генератора тока.

Как же он работает?

Чтобы точно ответить на такой вопрос, нужно было бы проследить путь протона, переносимого бактериородопсином через мембрану за счет энергии поглощенного кванта света. Что известно по этому поводу?

Свет, поглощенный ретиналем бактериородопсина, вызывает изомеризацию ретиналя: в молекуле ретиналя появляется излом, которого до этого не было. Изомеризация сопровождается отщеплением протона от альдиминной группы в месте прикрепления ретиналя к белку. Затем самопроизвольно, без участия света происходит обратная изомеризация ретиналя и присоединение протона к альдимину.

«Минимальная» гипотеза о механизме работы бактериородопсина исходит из того, что протон, который отщепился под действием света от альдимина, переносится к наружной поверхности мембраны бактерии и выделяется во внешнюю среду. А вот протон, присоединяющийся к альдимину после обратной изомеризации ретиналя, поступает уже с противоположной стороны мембраны, то есть из воды, заключенной внутри бактериальной клетки. В результате оказывается, что один квант света вызывает перенос одного протона из бактерии во внешнюю среду.

Такова гипотеза, но как ее проверить? Ведь речь идет о переносе одного-единственного протона внутри сложной белковой молекулы, масса которой почти в 30 тысяч раз больше массы протона!

К счастью, оказалось, что отщепление протона от альдимина сопровождается обесцвечиванием бактериородопсина. По обесцвечиванию можно судить о том, когда начался процесс транспорта протона и сколько времени протон «находится в пути». Измерения с помощью быстродействующего спектрофотометра показали, что протон стартует через несколько микросекунд после поглощения бактериородопсином светового кванта, а общее время в пути — около десяти миллисекунд.

Час от часу не легче! Сначала мы обнаружили, что нам надо уследить за частицей в 30 тысяч раз более мелкой, чем ее носитель, а теперь выясняется, что время перемещения этой частицы измеряется тысячными или даже миллионными долями секунды. За это время протон проходит путь, равный 50 ангстремам, или 0;000000005 метра.

Невелика дистанция!..

А ведь нужно засечь местонахождение протона на промежуточных этапах его перемещения в белковой молекуле, если мы хотим начертить его траекторию и понять, почему он движется так, а не иначе. Значит, интересующие нас отрезки времени и расстояния в действительности еще меньше.

В решении этой на первый взгляд неподъемной проблемы помог метод, который уже однажды выручил нас, когда мы пытались наладить прямое измерение генерации электрического тока и напряжения мембранными белками.

Помните, как удалось зарегистрировать образование разности потенциалов бактериородопсином? Протеолипосомы, содержащие в свой мембране бактериородопсин, прикрепили к плоской искусственной мембране, по обе стороны которой были электроды. Освещение вызывало транспорт ионов Н+ через мембрану протеолипосом, что регистрировалось подключенным к электродам вольтметром как уменьшение количества положительных зарядов в том отсеке, куда обращена покрытая протеолипосомами сторона плоской мембраны.

Современная электрометрическая техника достигла таких вершин, что уже можно измерять генерацию разности потенциалов со скоростью 10-7—10-8 секунды. Это гораздо быстрее, чем время, затрачиваемое молекулой бактериородопсина на перенос одного протона через мембрану. Стало быть, само по себе измерение перемещений протона в мембране не встречает принципиальных трудностей. Но как это сделать практически?

Протеолипосомы, покрывающие поверхность плоской мембраны на отверстии радиусом около 1 миллиметра, содержат в общей сложности порядка миллиона молекул бактериородопсина. Проблема состоит в том, чтобы синхронизировать работу всех этих фотогенераторов, каждый из которых работает сам по себе. Оказалось, что в принципе и это можно сделать. Существуют лазеры, генерирующие световую вспышку продолжительностью менее 10-7 секунды. Если осветить молекулы бактериородопсина такой вспышкой, то все они сработают практически одновременно и только один раз.

Итак, предельно быстрые скорости измерения разности потенциалов и предельно короткие вспышки света — вот что необходимо, если мы собираемся следить за судьбой протона, переносимого бактериородопсином. К этому надо добавить предельно высокую чувствительность измерительной аппаратуры, чтобы уловить изменение электрических параметров бактериородопсина при небольших смещениях протона внутри его молекулы.

Работать на пределе технических возможностей можно лишь при условии, что исследуемый объект сам по себе стабилен и выдает некий повторяющийся от опыта к опыту результат.

Казалось бы, бактериородопсин должен лучше, чем что бы то ни было, подходить для такой работы (вспомним чрезвычайную устойчивость этого белка к всевозможным изменениям условий среды). Спору нет, сам по себе бактериородопсин стабилен, да вот плоская мембрана, на которую нужно сорбировать протеолипосомы с этим белком, не слишком прочна. К тому же ее прочность уменьшается после присоединения протеолипосом. Как выйти из этого нового затруднения?

Чтобы ответить на поставленный вопрос, придется подумать о причине нестойкости плоской искусственной мембраны, сделанной из фосфолипидов. Причина эта кроется, по-видимому, в огромной диспропорции между толщиной и протяженностью мембраны. По существу, жидкокристаллическая мембрана, имеющая в поперечнике около 5•10-9 метра, закрывает отверстие диаметром около 2•10-3 метра. В привычных для повседневной жизни масштабах это все равно что пленкой толщиной 2,5 миллиметра перекрыть морской пролив глубиной и шириной в 1 километр.

Столь тонкие искусственные мембраны — излюбленный объект исследований по моделированию свойств природных мембран, имеющих ту же толщину. Однако так ли необходимо работать с тонкой мембраной в нашем случае? Ведь у нас она просто сорбент для протеолипосом. Если уж мы решили следить за движением протона в молекуле бактериородопсина, то в общем-то безразлично, на чем сидит бактериородопсиновая протеолипосома — на тонкой мембране или какой-то другой подложке.

И мы отказались от тонких («черных») мембран, использованных в первых наших опытах с протеолипосомами. Вместо них взяли коллодиевую пленку, пропитанную раствором фосфолипидов в углеводороде декане. Это позволило не только стабилизировать систему, но и увеличить в 10 раз диаметр отверстия между двумя отсеками, куда помещены электроды.

В результате количество бактериородопсиновых протеолипосом, сорбированных на поверхности фильтра, было в 100 раз больше, чем в случае тонкой мембраны. Фотоэлектрический эффект системы, пропорциональный содержанию бактериородопсина, также должен был увеличиться на два порядка. Если бы даже в этом случае эффект оказался все еще слишком мал, чтобы быть зарегистрированным вольтметром, то есть меньше уровня шумов измерительной аппаратуры, мы могли бы вытянуть его из-под этих шумов, многократно повторяя вспышку лазера и используя ЭВМ для отделения эффекта от шумов.

Подключив ЭВМ, мы завершили наконец сооружение установки, с помощью которой можно было бы, в принципе говоря, приступить к изучению белка — генератора тока. По мере монтажа установки небольшая пластмассовая ячейка, разделенная на два отсека перегородкой с отверстием посередине (та, что служила нам верой и правдой в первых опытах с бактериородопсином), обросла таким количеством сложнейших устройств, что нужен был Л. Драчев в качестве специального гида, чтобы объяснить, где же у этого агрегата начало, а где конец.

Неодимовый лазер, система зеркал, ячейка с коллодиевой пленкой и протеолипосомами, каскад быстродействующих усилителей электрических сигналов, блок памяти, ЭВМ и особая система, синхронизирующая работу оптической и электрической систем с точностью до сотых долей микросекунды. Как разительно отличается эта установка от аппаратуры первых опытов биоэнергетиков, где, кроме манометра и примитивного колориметра, никаких других приборов не требовалось! Отсчет времени тогда шел в минутах, а за процессом следили по убыли кислорода и фосфата, если измерялось окислительное фосфорилирование в митохондриях. О пространственном векторе процесса вообще не было и речи. Точность измерения зависела от того, насколько вам удалось совместить уровень ваших глаз с уровнем жидкости в манометре.

Теперь вместо сложно устроенных митохондрий наш объект — индивидуальный, белок, временная шкала — доли микросекунды, а задача — проследить за передвижением протона, путешествующего от одной поверхности мембраны к другой по встроенной в эту мембрану белковой молекуле.

Но как сработает вся эта громада аппаратуры? Хватит ли чувствительности вольтметра? Не затрубит ли какая-нибудь паразитная емкость шкалу времени?

Драчев уверен, что все будет в порядке. Его гарантия — залог успеха. Говорят, что у Драчева есть необычайное свойство: в его присутствии любой прибор работает нормально.

И вот наконец долгожданный опыт. Еще вчера А. Каулен приготовил протеолипосомы из бактериородопсина и соевого фосфолипида. Другим фосфолипидом пропитана коллодиевая пленка, закрепленная в отверстии между отсеками с электродами. В один из отсеков три часа назад добавили протеолипосомы. За это время они должны были прилепиться к поверхности пленки.

Проверяем аппаратуру. Луч осциллографа пробегает наискосок зеленый экран, оставляя за собой светлый немеркнущий след. Это разряжается «темновая» разность потенциалов между электродами, только что опущенными в измерительную ячейку.

Еще несколько минут ожидания. «Темновая» разность потенциалов исчезла — осциллограф чертит одну за другой горизонтальные прямые, ложащиеся след в след. Это нулевая линия.

Ну что ж, попробуем для начала повторить наш старый добрый опыт по генерации фотопотенциала при постоянном освещении. Л. Драчев опускает тумблер, чтобы остановить бесконечный бег нулевой.

Нажата кнопка, и отверстие, ведущее к ячейке, освещается постоянным светом мощной лампы. Перевожу взгляд на экран. Здесь записан мощный фотоэффект: между электродами возникла разность потенциалов порядка 200 милливольт. Выключаем свет: кривая отклоняется вниз, неудержимо стремясь к нулевому уровню.

Порядок. Теперь черед за лазером. Какую выбрать измерительную шкалу? Конечно, почувствительней. Ведь бактериородопсин сработает всего один-единственный раз.

Вспышка. На какое-то мгновение (мы знаем, на какое — 3bull;10-8 секунды!) ячейка высвечивается яркой зеленой молнией. Луч осциллографа взметнулся вверх, зашкалил и вернулся назад, к нулю. Есть ответ, да какой — не хватило шкалы!

Ученые в работе

Взяли в 10 раз более грубую шкалу, снова вспышка, снова зашкал. Еще в 10 раз загрубили шкалу, и опять недостаточно. Лишь с четвертого раза удалось наконец записать фотоэффект. Он оказался около 60 милливольт.

Да, с таким эффектом работать можно! Но стоило ли городить всю эту махину? Пока что из всех новшеств потребовался один только лазер.

Эффект хорош, что и говорить! Такого еще не видел никто: генерация потенциала при однократном срабатывании бактериородопсина! Но ведь это не цель, а лишь необходимое условие, чтобы двигаться дальше. Нам надо знать, как переносится протон.

Внимательно рассматриваем кривую нарастания фотопотенциала после вспышки лазера. Нет, эта техника все же чудо! Потенциал нарастал в течение каких-то десяти миллисекунд. Блок памяти запомнил кривую и выдал на осциллограф, который записал ее за две секунды. Мы замедлили время в 200 раз. А потом и вовсе остановили его. Теперь кривая на экране будет светиться до тех пор, пока в этом есть необходимость. Да, кривая красива: на первый взгляд настоящая экспонента. Только в самом начале какая-то излишняя крутизна. Вводим кривую в ЭВМ. Программист А. Драчев просит вычислительную машину измерить временную шкалу в самом начале кривой. Теперь это будут не милли-, а микросекунды...

Занятна сама процедура общения с этой машиной. Нажав тумблер, мы вводим кривую в память машины. Затем программист печатает на клавишах вроде бы обычной пишущей машинки свою просьбу к ЭВМ. Печатает не какой-нибудь код, а прямо-таки наши обычные, человеческие слова. Этот текст немедленно воспроизводится на экране.

Вскоре на том же экране появляются слова, программистом не напечатанные. Это уже речь самой машины. Она сообщает, что приняла информацию.

Несколько секунд, и на другом экране возникает наша кривая, но теперь уже начало ее дано в микросекундной шкале.

Машина спрашивает, довольны ли мы ее работой. Мы в восхищении, но А. Драчев считает, что великоваты шумы, и просит машину усреднить данные. Еще несколько секунд, и появляется новый вариант нашей кривой — краше прежнего!

А ведь не зря А. Драчев убрал шумы! Теперь видно, что в действительности кривая генерации фотопотенциала состоит из трех фаз. Первая невелика по амплитуде и направлена противоположно основным фазам II и III. Она завершается быстрее, чем может измерить даже наша сверхбыстрая техника (время ее возникновения меньше 10-7 секунды). Фаза II заканчивается к сотой микросекунде, а фаза III — к двадцатой миллисекунде после вспышки.

Получив этот результат, мы решили заменить воду в ячейке на D2O, тяжелую воду, в расчете на то, что это замедлит фазы генерации фотопотенциала, которые связаны с переносом Н+ (известно, что все процессы, где участвует ион водорода, замедляются, если вместо него в среде присутствует ион дейтерия, D+).

Вспышка лазера, и на экране дисплея ЭВМ яркий зеленый лучик выписывает динамику фотоэффекта в D2O. Фазы II и III явно затянуты. А. Драчев приказывает машине рассчитать время, за которое фаза II достигает 50 процентов своей величины. Это время заметно больше в D2O, чем в Н2О. То же для фазы III.

Для наглядности программист вызывает из недр памяти ЭВМ кривую прошлого опыта (с обычной водой). На это уходит всего несколько секунд. Лучик рисует другую кривую, она ложится гораздо левее той, которая была только что получена в опыте с D2O.

А что с фазой I? К сожалению, ее скорость в D2O все еще слишком велика и потому ускользает от измерения.

Из опыта с D2O можно было заключить, что по крайней мере фазы II и III как-то связаны с переносом Н+.

Независимое подтверждение этого вывода было получено, когда мы сопоставили наши кривые с динамикой спектральных превращений бактериородопсина.

Как показали в свое время У. Стокениус и Д. Остерхельт, поглощение кванта света бактериородопсином ведет к весьма характерному изменению его окраски: сначала спектральный максимум бактериородопсина несколько смещается в красную область, затем происходит резкий сдвиг в противоположную (синюю) область, после чего максимум возвращается в исходное положение.

Так вот времена этих трех спектральных сдвигов оказались весьма сходными с тремя фазами обнаруженного нами фотоэлектрического эффекта: красный сдвиг неизмеримо быстр, синий — десятки микросекунд, возврат к исходному положению — десятки миллисекунд. Мы повторили спектральные измерения Стокениуса и Остерхельта в условиях нашего эксперимента и убедились в хорошей корреляции спектрального и электрического ответов.

Из работ А. Льюса было известно, что синий сдвиг в окраске бактериородопсина обусловлен отщеплением протона от атома азота в альдиминной группе бактериородопсина, а последующий обратный сдвиг — протонированием того же атома.

Теперь сопоставим основные факты, чтобы попытаться представить себе механизм генерации протонного потенциала бактериородопсином. Факты таковы:

1) бактериородопсин переносит протон через мембрану бактерии в направлении изнутри (из цитоплазмы бактериальной клетки) наружу, в омывающий бактерию раствор. Этот процесс сопряжен с поглощением кванта света;

2) свет вызывает изомеризацию ретиналевого остатка, прикрепленного к белковой части бактериородопсина через альдимин, который протонирован в темноте и депротонирован на свету;

3) процесс генерации потенциала при транспорте

протона складывается из трех стадий (фаз), сильно различающихся по своим скоростям;

4) каждой из этих фаз соответствует определенный спектральный переход, причем фаза II коррелирует с депротонированием альдимина, в то время как фаза III -- с последующим присоединением к нему протона.

Приняв во внимание все эти наблюдения, можно сформулировать следующую «минимальную» гипотезу.

Свет вызывает такое изменение в окружении протонированного альдимина, что его сродство к протону уменьшается, он отщепляется и затем выделяется в окружающий раствор. После этого окружение альдимина «нормализуется», он переходит в «темновое» положение и вновь приобретает способность связывать протон. Однако теперь уже протон может быть взят только из цитоплазмы бактериальной клетки, но не из внешнего раствора.

Почему же протон, сидящий в темноте на азоте альдимина, выделяется во внешнюю среду, а поглощается из цитоплазмы клетки?

Вероятно, в молекуле бактериородопсина есть два пути, проводящих протоны: один (выходной путь) из глубины мембраны в наружную среду, другой (входной) - из цитоплазмы в глубь мембраны.

В темноте протонированный альдимин находится в конце входного пути. Поглощение светового кванта вызывает изомеризацию ретиналя: остаток ретиналя как бы изламывается, так что прикрепленный к нему на конце атом азота альдимина выходит из контакта с входным путем и перемещается в некое новое положение. Оно в начале выходного пути. Здесь происходит депротонирование альдимина, и выделившийся ион Н+ перемещается наружу.

На следующем этапе происходит обратная изомеризация ретиналя, и альдимин вновь оказывается в конце входного пути, но уже в своей депротонированной форме. Из цитоплазмы по входному пути подтягивается ион Н+ и протонирует альдимин. Цикл завершается.

В рамках этой схемы фаза I фотоэлектрического эффекта есть не что иное, как перемещение протонированного альдимина при изомеризации ретиналя под действием света. Фаза II — перенос протона от альдимина наружу по выходному пути. Фаза III — перенос протона из цитоплазмы к альдимину.

Что требуется для проверки такой гипотезы?

Точное знание, во-первых, местоположения альдимина в темноте и на свету и, во-вторых, устройства входного и выходного путей. Задача это, конечно, сложнейшая, но не безнадежная. Можно даже сказать, что с расшифровкой аминокислотной последовательности и пространственной структуры бактериородопсина наметилась реальная перспектива ее решения. Лишь взяв этот барьер, мы сможем наконец составить чертеж простейшего биологического генератора — бактериородопсина.

 

Родопсин и зрение

Лаборатория погружена во мрак. Лишь в двух углах большого помещения, заставленного стеллажами с приборами, слабо лучатся красным светом фонари, которые привычнее было бы видеть в комнате фотографа. Привыкнув к темноте, начинаешь различать лица людей, освещаемые зеленоватым мерцающим светом, что струится с экранов осциллографов и дисплеев ЭВМ. Идет опыт на зрительном родопсине.

Да, мы должны были когда-нибудь прийти к этой проблеме. Ведь если столько сил отдано бактериородопсину, то велик соблазн применить ту же аппаратуру к его животному собрату, тем более что с ним связана одна из самых старых и удивительных загадок физиологии.

Животный родопсин был открыт на сто лет раньше бактериального. И тем не менее по сей день мы многого не знаем о его функции. Так не стоит ли сравнить два родопсина, благо функция бактериального белка твердо установлена?

Но что может быть общего у генератора протонного 4 тока в мембране галофильных бактерий и зрительного пурпура в сетчатке глаза?

Два родопсина разделяет дистанция огромного размера. И тем не менее, оказывается, они очень похожи! Вот основные черты этого сходства. Оба белка имеют дело со светом, оба поглощают этот свет ретиналем, привязанным к белку через альдимин. Этот альдимин в обоих случаях протонирован в темноте и депротонируется под действием светового кванта, вызывающего изомеризацию ретиналя. В довершение всего оба — мембранные белки, упакованные таким образом, что два конца полипептидной цепи торчат по разные стороны мембраны. Полипептидные цепи и того и другого родопсинов содержат большое количество спирализованных участков.

Родопсин и зрение

Получается, что животный и бактериальный родопсины прямо-таки близнецы! Как же это увязать с тем, что первый участвует в зрении животных, а другой в энергообеспечении бактерий? Конечно, бывает так, что близнецы выбирают себе разные профессии. Однако это может произойти лишь под давлением чрезвычайных обстоятельств жизни, как утверждают специалисты из центра по исследованию близнецов в Миннесоте. Обычно же близнецы посвящают себя сходным сферам деятельности.

Так, может быть, зрительный родопсин — фотоэлектрический генератор наподобие бактериородопсина?

На первый взгляд такая мысль может показаться странной по одной простой причине: зрительный родопсин, поглотив квант, срабатывает только один раз. В отличие от бактериального родопсина он необратимо обесцвечивается под действием света, теряя остаток ретиналя, который выделяется в воду. Регенерация окрашенного родопсина занимает минуты и потому не может идти ни в какое сравнение с бактериородопсиновым циклом, измеряемым миллисекундами. Ясно, что животный родопсин в противоположность бактериальному не в состоянии генерировать устойчивый ток.

И все же какая-то фотоэлектрическая активность присуща и зрительному родопсину. Еще в 1964 году К. Браун и М. Мураками описали очень быстрый двухфазный сдвиг разности потенциалов на мембране фото-рецепторной клетки сетчатки при включении света. Первая фаза возникала за время короче микросекунды и могла быть связана только с самым первым участником фоторецепторной системы, то есть с родопсином. Вторая фаза развивалась в миллисекундной шкале. Она была направлена противоположно первой фазе. Физиологи не придали большого значения эффекту (он был назван ранним рецепторным потенциалом, сокращенно РРП) вследствие его малой амплитуды: даже при мощном освещении величина потенциала не превышала двух-трех милливольт.

Интерес к РРП возник вновь, когда было доказано, что функция бактериородопсина состоит в генерации потенциала и тока. В 1977 году М. Монтал сообщил о фотоэффекте при облучении тефлоновой пленки, покрытой животным родопсином. Величина потенциала по-прежнему была невелика.

Одновременно и независимо М. Островский и его коллеги из Института химической физики в Москве попытались применить к животному родопсину наш метод, использованный для регистрации электрического фотоответа бактериородопсина. Пористый фильтр пропитывали раствором фосфолипидов, затем, с одной стороны, добавляли фоторецепторные диски — плоские мембранные пузырьки, которыми заполнены клетки палочек сетчатки. Именно в мембране дисков сосредоточена большая часть фонда родопсина палочек. В присутствии ионов кальция диски подклеивались к фильтру, после чего включался свет.

Как показали измерения, в такой системе может быть получен значительный фотоэффект (порядка 20 милливольт). Правда, потенциал быстро падал во времени и через несколько секунд после включения света исчезал вовсе. Но такая динамика в общем-то неудивительна, если учесть, что на свету происходит необратимое обесцвечивание родопсина.

К сожалению, сам по себе факт генерации разности потенциалов под действием поглощаемого белком света еще недостаточен для вывода о том, что функция этого белка сводится к превращению световой энергии в электрическую. Например, американский биофизик X. Тьен описал фотоэлектрический эффект при облучении ультрафиолетом плоской фосфолипидной мембраны, сорбировавшей химотрипсин — пищеварительный фермент, не имеющий никакого отношения к процессам трансформации энергии света хотя бы потому, что он работает в полной темноте — в кишечнике.

По-видимому, свет вызывал перемещение каких-то заряженных групп в молекуле химотрипсина, что и приводило к генерации потенциала.

Фотоэффекты такого типа возникают в момент включения света и быстро исчезают в процессе освещения, поскольку в системе не происходит истинного переноса зарядов через мембрану и генерации постоянного тока. Неудивительно, что фотоэффект в экспериментах Тьена с химотрипсином был невелик, всего несколько милливольт.

В опытах Островского электрический ответ родопсина на освещение был в несколько раз больше, чем у Тьена. И все же сохранялась опасность артефакта «а lа Тьен».

Чтобы разобраться в этом деле, мы решили исследовать динамику образования потенциала зрительным родопсином в тех же условиях, которые были использованы применительно к бактериородопсину.

Опыт занимал два дня. Начинался он в лаборатории М. Островского, куда утром привозили с мясокомбината шестьдесят глаз только что забитых быков. Из глаз препарировали сетчатки, отделяли внешние сегменты клеток-палочек, а из этих сегментов получали фоторецепторные диски, в мембране которых локализован родопсин. На все это уходил день. Утром следующего дня в нашей лаборатории появлялся энергичный чернобородый человек с чемоданчиком. Его приход мы неизменно приветствовали с энтузиазмом.

- Гриша Каламкаров! С дисками! — кричал в коридоре первый, кто попадался на пути человеку с чемоданчиком.

Приход Каламкарова означал, что опыт состоится. В 434-ю комнату собирались его участники: Л. и А. Драчевы, А. Каулен.

Прежде всего плотно зашторивали окна и зажигали красные лампы. Родопсин боится белого света. Достаточно однажды осветить диски — и весь опыт пропал! Вот почему работа с животным родопсином внешне напоминает какое-то таинство, совершающееся в красном полумраке. Красный свет не поглощается родопсином и поэтому безопасен для него.

Каулен добавляет суспензию дисков в ячейку, разделенную на два отсека коллодиевой пленкой, предварительно пропитанной раствором фосфолипида в декане. Следуют два часа томительного ожидания: случайно натолкнувшись на коллодиевую пленку, диски прилипают к ней. Надо подождать, пока вся поверхность пленки покроется слоем дисков.

И вот наконец в дверях моего кабинета появляется громоздкая фигура Каулена. Я давно уже жду этого момента, поглядывая на часы: нетерпение перед опытом мешает слушать собеседника, расположившегося напротив меня уютно и, видимо, надолго.

— Владимир Петрович, начинаем, — говорит Каулен вроде бы равнодушно. Но я знаю, что и ему не терпится поскорее приступить к делу.

Что ж, конец беседе! Начинается опыт!

Как-то сложилось, что опыты с животным родопсином стали для всех нас: Драчевых, Каулена, Островского, Каламкарова — какими-то особенно волнующими.

Это произошло, наверно, потому, что с первого же дня на нас посыпались новые наблюдения, которые немедленно обрабатывались А. Драчевым на ЭВМ, так что почти каждый опыт, по существу, оказывался пусть небольшой, но законченной научной работой. Затем опыт нужно было несколько раз повторить, а там хоть садись и пиши статью.

Но мы тогда не стремились к повторам, статей не писали, а ставили все новые и новые опыты, идея которых возникала из только что полученного результата. Эксперимент вел нас за собой, но куда? Мы верили: к разгадке тайны зрительного родопсина, а значит, и к решению проблемы первичного механизма зрения.

...Урчит на одной ноте вентилятор где-то в чреве лазерной установки. Таинственно постукивает ЭВМ: А. Драчев и машина ведут между собой диалог глухих. ЭВМ печатает время от времени на экране ответы на вопросы человека и свои вопросы к нему.

Каулен нажимает кнопку — вспышка лазера. Ослепительный зеленый луч метнулся к ячейке с коллодиевой пленкой и дисками. В ту же секунду на экране осциллографа возникла хитрая кривая: очень быстро вниз, потом медленней вверх и совсем медленно дальше вверх.

«Очень быстро» — это быстрее, чем 0,2 микросекунды. «Медленнее» — 500 микросекунд. «Совсем (!) медленно» — 10 миллисекунд.

Так ведь это три фазы фотоэлектрического эффекта бактериородопсина!

Действительно, сходство ответов двух родопсинов необычайное! Только хорошо присмотревшись и посоветовавшись с ЭВМ, мы замечаем деталь, их отличающую: у животного родопсина нарастание потенциала во второй фазе оказывается более медленным, чем у бактериального. А в остальном полное подобие.

Подобными оказались: направление фаз (первая противоположна второй и третьей), соотношение амплитуд этих фаз (амплитуда растет от первой фазы к третьей), общая величина ответа, скорость спада потенциала, направление движения зарядов через мембрану.

Все эти параметры как бы паспорт белка-генератора. Они зависят от устройства генератора. Поэтому у разных белков должны быть разные «паспортные данные». В этом мы смогли убедиться еще до опытов со зрительным родопсином, когда исследовались хлорофилл-белковые комплексы фотосиитезирующих бактерий.

Вот какими показателями характеризовалась хлорофилл-белковая система в условиях, идентичных тем, что мы использовали для родопсинов: выявлялись только две однонаправленные фазы нарастания фотопотенциала, причем первая фаза (быстрее 0,2 микросекунды) была гораздо больше по амплитуде, чем вторая (20 микросекунд). Добавление некоторых искусственных переносчиков электронов вело к появлению еще одной, небольшой по амплитуде фазы, направленной в ту же сторону. В спаде фотопотенциала преобладала компонента со временем около 30 миллисекунд. (У родопсинов — секунда.) Как видно, эти параметры резко отличались от тех, что были обнаружены при исследовании бактериального и животного родопсинов.

Итак, оба родопсина дают фотоэлектрические ответы, характеристики которых либо близки, либо просто совпадают. Поскольку функция бактериородопсина превращение энергии света в электрическую форму, напрашивается предположение, что неизвестная функция животного родопсина также состоит в производстве электричества за счет света. Именно такую рабочую гипотезу мы взяли на вооружение, убедившись в сходстве «паспортных данных» двух родопсинов.

У бактерий электричество, генерируемое на свету, используется для синтеза АТФ, транспорта ионов внутрь клетки, вращения бактериальных жгутиков и т. д. Но зачем нужно электричество при зрении?

Пожалуй, самое поразительное свойство зрения состоит в том, что клетка палочки может возбуждаться одним-единственным квантом света. Ясно, что столь малая порция энергии может привести в действие механизм возбуждения только при условии размножения команды, поданной светом.

Есть несколько конкурирующих гипотез о способе размножения светового сигнала. Мы остановились на одной из них, так называемой кальциевой. В фоторецепторных дисках, заключенных внутри клетки палочки, накапливаются ионы кальция (вероятно, за счет энергии АТФ). При поглощении кванта света молекулой родопсина, встроенной в мембрану диска, происходит повышение проводимости этой мембраны для ионов, в частности для кальция. Ионы кальция выходят из диска, где их много, в омывающую диск цитоплазму, где их мало. Свет как бы дырявит диск, и этот мешок с кальцием начинает «протекать».

Поскольку в диске много ионов кальция, и все они могут «вытечь» через одну-единственную дырку, сделанную квантом света, происходит «размножение» сигнала: один квант вызывает выход в цитоплазму многих ионов кальция.

Следующее предположение состоит в том, что вышедший кальций достигает внешней мембраны клетки и закрывает имеющиеся в ней натриевые каналы. Катион Na+ перестает поступать в клетку, что повышает электроотрицательность внутриклеточного содержимого относительно межклеточной среды. Такое повышение мембранного потенциала (минус внутри клетки) и есть возбуждение. Весть об этом событии будет затем передана на окончания зрительного нерва и далее по нерву в мозг.

Отдельные моменты этой схемы доказаны. Так, известно, что ионы кальция, накопленные в дисках в темноте, выходят оттуда под действием света; что кальций, введенный в клетку, закрывает натриевые каналы, вызывает гиперполяризацию клеточной мембраны и возбуждение; что без кальция возбуждение невозможно и т. д.

Совершенно неясным оставался лишь первый этап всей этой длинной цепи событий: почему поглощение кванта света приводит к повышению проницаемости мембраны диска и достаточно ли быстро это происходит (весь зрительный акт от поглощения кванта до возбуждения зрительного центра в мозгу занимает порядка 100 миллисекунд, и потому любые процессы, включенные в передачу сигнала, должны протекать за время меньшее, чем 100 миллисекунд)?

Неожиданно для себя мы прежде всего получили ответ на второй из поставленных вопросов: быстро ли повышается проводимость мембраны под действием света.

Наши предшественники М. Монтал, У. Хейгенс (автор «кальциевой» гипотезы зрения) и другие использовали слишком медленные способы измерения. В наших опытах быстрым и чувствительным индикатором проводимости мембраны оказалась скорость спада фотопотенциала после лазерной вспышки. Чем больше проводимость, тем быстрее спадает фотопотенциал, что и неудивительно: «дырявая» мембрана не может удерживать разности потенциалов после выключения генератора.

Опыты показали, что медленнее всего спадает потенциал, полученный при первой вспышке света. Уже вторая вспышка дает более быстрый спад, а к двенадцатой спад фотопотенциала ускоряется примерно в сто раз. И здесь выяснилось, что этот эффект (ускорение спада) развивается за отрезок времени, меньший чем 100 миллисекунд. Стало быть, увеличение проводимости действительно может участвовать в основной цепи событий процесса зрения.

Интересно, что ускорение спада фотопотенциала было обнаружено благодаря ЭВМ. Повторные вспышки сильно снижают амплитуду фотопотенциала (с каждой следующей вспышкой все большая доля родопсина оказывается обесцвеченной, то есть выведенной из игры). Мы могли бы и не заметить ускорение спада на фоне резкого снижения амплитуды самого эффекта, тем более что первоначально об анализе динамики спада никто не думал: все внимание было сосредоточено на самом эффекте генерации потенциала.

А. Драчев, пробуя всевозможные варианты обсчета фотоэффекта, как-то раз попросил машину нормировать электрические ответы родопсина по их амплитуде. И немедленно обнаружилось, что с каждой последующей вспышкой ускоряется спад потенциала.

Итак, налицо было два новых факта: однократное срабатывание родопсина приводит, во-первых, к генерации разности потенциалов на мембране дисков и, во-вторых, к очень быстрому повышению проницаемости той же мембраны.

Второй из этих эффектов не что иное, как нарушение барьера, удерживающего ионы кальция внутри диска. Освобождение кальция из диска в цитоплазму — это согласно «кальциевой» гипотезе один из этапов зрительного акта. Но почему повышается проницаемость и в чем смысл первого эффекта - генерации разности потенциалов?

А что, если первый эффект — причина, а второй — следствие? Ведь известны случаи, когда разность потенциалов на мембране управляет ее проницаемостью, открывая ионные каналы. Именно так действуют электровозбудимые мембраны (например, мембрана нервного волокна — аксона). Существует и другой тип мембран — химически возбудимые, когда ионные каналы открываются под действием особых химических соединений — медиаторов. Примером такого рода может быть мембрана нервного окончания.

Так, может быть, мембрана диска относится к классу электровозбудимых? Тогда загадочная функция животного родопсина ничем не отличается от известной уже функции бактериородопсина: это производство электричества за счет света. Отличие двух систем будет лишь в дальнейшей судьбе полученного родопсинами электричества. У бактерий созданная за счет света разность потенциалов идет на синтез АТФ и обеспечение других видов работы клетки, а в фоторецепторных дисках она, эта разность потенциалов, открывает в мембране какие-то ворота, через которые затем выходят из диска ионы кальция.

Неужто мы свели концы с концами? Да, теперь, по-видимому, мы можем разъяснить все основные обстоятельства дела.

Понятно, почему так похожи два родопсина: ведь функция у них общая! Или почему кальций на свету выходит из дисков: поле, образованное родопсином, прорубает в мембране дорогу этому иону. Ясно также, в чем причина неудач наших предшественников: пока оставались неизвестными «паспортные данные» родопсиновых генераторов, не было оснований приписывать зрительному родопсину ту функцию, которая выяснена для родопсина бактериального.

Кому же я достанусь...

Но ведь ранний рецепторный потенциал клеток сетчатки (РРП) был обнаружен еще до открытия бактериородопсина, причем имелись основания приписать этот РРП родопсину. Так почему же физиологи не решились отнести фоторецепторную мембрану к разряду электровозбудимых?

Сегодня мы можем ответить и на такой вопрос. Загвоздка была в малой величине фотопотенциала. РПП даже при сильном освещении не превышал нескольких милливольт. А ведь для возбуждения достаточно одного кванта света. Расчет показывает, что даже если мы переведем всю энергию этого кванта в электричество, то разность потенциалов на мембране диска не превысит 10 микровольт, считая, что она делокализуется по всему диску. Это мизерная величина, если требуется совершить что-нибудь полезное.

Но кто сказал, что родопсиновый потенциал сначала делокализуется, расползается по всему диску, а потом уж работает? Почему бы не работать локальному полю, возникающему в той точке мембраны, где родопсин перенес через мембрану заряд?

Тот же расчет для локального поля дает огромную величину — около 2 вольт. Даже если принять КПД родопсинового генератора всего за 10 процентов, то локальное поле будет около 200 милливольт. Такая разность потенциалов более чем достаточна, чтобы открыть кальциевый канал, особенно если он заключен в самой молекуле родопсина.

Единственное условие для механизма, использующего локальное поле, - это быстродействие: надо успеть сработать, пока поле еще не растеклось по диску. Как достичь максимального быстродействия? Надо иметь наготове какое-то не слишком сложное устройство, отвечающее нужным образом на появление поля.

Что проще: создать специфический канал или сломать барьер? Конечно, второе. Ломать — не строить.

Наша гипотеза состоит в том, что поле, генерируемое молекулой родопсина, вызывает электрический пробой в том самом месте мембраны, где располагается эта молекула. Пробой означает повышение проницаемости мембраны. Именно этот эффект и приводит к истечению ионов кальция из диска.

Любопытно, как природа жертвует второстепенными моментами ради решения главной задачи. Фоторецепция — одна из самых чувствительных и быстрых систем организма. Она отвечает на столь слабое воздействие, как поглощение одиночного кванта света, причем первичный ответ на свет развивается в рекордно короткие сроки. И этим двум ведущим характеристикам: чувствительности и быстродействию — принесены в жертву другие параметры механизма, которые оказываются менее совершенными по сравнению с прочими устройствами такого типа.

Так, проводимость мембраны, возникающая на свету, не избирательна к ионам кальция, что и понятно, если речь идет о таком грубом повреждении мембранного барьера, как электрический пробой. В то же время ионные каналы обычных возбудимых мембран селективны, то есть весьма разборчивы к типу иона, движущегося через мембрану. Для фоторецепторного диска такая неразборчивость не страшна, поскольку кальций — единственный тип ионов, накапливающихся внутри диска.

Еще один пример того же рода. Сработав один раз, животный родопсин теряет хромофор — ретиналь и тем самым временно выходит из строя. Для последующей регенерации дееспособного родопсина требуется специальная ферментная система. Вспомним для сравнения бактериородопсин, в котором обратная изомеризация ретиналя происходит самопроизвольно, так что дело никогда не доходит до потери белком его хромофора.

И вновь, как и в случае с ионной селективностью, это несовершенство оказывается несущественным для выполнения зрительным родопсином его основной функции. Вероятность попадания второго кванта света на ту же самую молекулу родопсина столь мала, что сложный механизм регенерации активного родопсина в общем-то не должен существенно затруднять работу фоторецепторной клетки в естественных условиях нашей жизни.

Единственное ограничение — не следует долго смотреть прямо на солнце, иначе родопсин обесцветится и наступит минутная потеря зрения. Но спрашивается, какой резон подолгу рассматривать в упор наше светило и велика ли беда, если родопсин для этого не приспособлен?

Да, все как будто складывается в пользу гипотезы о том, что бактериальный и животный родопсин различаются лишь по второстепенным моментам и сходны в главном, играя в принципе одну и ту же роль фотоэлектрических преобразователей энергии.

«Для экспериментатора... гораздо выгоднее работать с плохими гипотезами, чем вовсе без гипотез, когда неизвестно, что надо проверять», — писал наш известный биолог Н. Кольцов.

Если гипотеза помогла нам на деле, мы благодарны ей. Но не следует допускать, чтобы чувство благодарности, в общем-то вполне оправданное, переросло в слепую привязанность.

Здесь можно вспомнить старинную индусскую сказку, которую воскресил для нас Э. Ракер в своей статье об истории биоэнергетики. Как-то раз на человека напал лев. Спасаясь от него, человек бросился к реке и прыгнул в лодку, случайно оказавшуюся у берега. Потом он был так благодарен этой лодке, что таскал ее на спине всю остальную жизнь.

Гипотеза работает, если сбываются ее предсказания. Пока «электрическая» модель родопсина себя оправдывает. Что будет дальше?..

— Владимир Петрович, начинаем! — флегматично бросает Каулен, заглянув в мой кабинет.

Пора! Мы ставим сегодня следующий опыт...

 

Глава 2. Электродвигатель, изобретенный бактерией

 

Флагелла, крюк и диски

Многие бактерии подвижны. Под световым микроскопом видно, что они активно перемещаются в пространстве: плывут со скоростью несколько микрон в секунду. Если использовать электронный микроскоп, то при максимальном увеличении можно разглядеть устройство двигательного аппарата бактерии.

Его наиболее крупная часть — это флагелла, или жгутик, — длинный тяж, состоящий из однотипных молекул флагеллина — особого, не растворимого в воде белка. Флагелла достигает несколько микрон в длину, то есть она длиннее тельца бактерии. Это как бы хвост микроба. Толщина флагеллы порядка 130 ангстрем.

Флагелла крепится к изогнутому на конце стержню («крюку»), который проходит сквозь внешнюю мембрану бактериальной клетки. Крюк, в свою очередь, прикреплен к М-диску, правильной формы структуре (в плане - круг, в разрезе — прямоугольник). Диаметр диска чуть больше 200 ангстрем, толщина около 30 ангстрем. М-диск погружен во внутреннюю (цитоплазматическую) мембрану бактерии.

Флагелла, крюк и диски

В межмембранном пространстве и в слоях клеточной стенки, расположенных снаружи цитоплазматической мембраны, находят еще три диска, укрепленных на стержне крюка. Стержень ориентирован перпендикулярно плоскости дисков и мембран.

Наблюдая в световой микроскоп движение кишечной палочки, обладающей многими жгутиками, можно заметить, что от одного из торцов цилиндрической клетки отходит вращающаяся спираль, ввинчивающаяся в воду. Это косичка из нескольких жгутиков, движение которых обусловливает движение бактерии.

Как же движутся жгутики? Вращаются или бьются о воду как хлыст? Чтобы ответить на этот вопрос, пришлось... поймать бактерию за «хвост». Да-да, ни больше ни меньше!

Суспензию бактерии, содержащую миллионы отдельных клеток в миллилитре, поместили в стакан миксера с металлическим пропеллером на дне. Включили миксер на некоторое время и затем посмотрели, что произошло с бактериями. Большинство из них осталось целыми, но лишилось «хвостов», которые лежали теперь отдельно от своих хозяев.

На следующем этапе работы жгутики выделили в чистом виде с помощью центрифугирования, а затем ввели в кровь кролику. Иммунная система кролика ответила на вторжение чужеродного компонента синтезом антител к флагеллину — белку жгутиков. Потом такие антитела получили из крови и химически «еришили» к стеклу.

Антитела, как известно, способны прочно связывать тот белок, против которого они были образованы. Этим-то свойством и воспользовались исследователи. На предметное стекло, покрытое антителами, нанесли капельки жидкости с бактериями и стали терпеливо ждать, пока какой-нибудь «невезучий» микроб коснется своим жгутиком поверхности стекла.

Вот одна из бактерий приблизилась к стеклу, но внезапно изменила направление движения и поплыла в другую сторону. Вот другая появилась в опасной зоне. И снова в последний момент ушла от опасности. Третья атаковала стекло в лоб, немедленно изменила направление движения и поймалась! Видно было, что бактерия вращается на одном месте, привязанная к стеклу невидимой нитью.

А. Глаголеву, проделавшему похожий опыт в нашей лаборатории, удалось «поймать» асимметричную по форме бактерию, напоминавшую своим видом полумесяц. Прикрепилась она к стеклу так, что к наблюдателю была обращена ее сутулая «спина». Видно было, что бактерия все время вращается вверх «спиной», не показывая своей впалой «груди». Это возможно только при условии, что происходит истинное вращение тельца бактерии относительно прикрепленного к стеклу жгутика.

Поразительно, как пойманная бактерия решила проблему освобождения из плена. Бактерия не ящерица, она не умеет отбрасывать попавший в ловушку хвост. Она выбрала иной путь к спасению. Через 40 минут безуспешных попыток вырваться на волю наша бактерия... разделилась пополам. Из двух новых клеток одна осталась привязанной к стеклу, а другая освободилась и тотчас уплыла подальше от опасной зоны.

Вернемся, однако, к устройству двигателя, изобретенного бактериями, благо здесь нас ждут свои чудеса.

Итак, опыт с «привязанной» бактерией однозначно доказал, что происходит вращение жгутика. Но что за еила заставляет его вращаться?

Отвлечемся на момент от бактерий и обратимся к более высокоорганизованным формам живых существ, также движущихся с помощью жгутиков. Вот, например, сперматозоид/Источник энергии, используемый его двигательным аппаратом, давно уже не составляет секрета. Это АТФ, гидролизуемый сократительным белком — АТФазой, близким по свойствам к тому, который содержится в мышцах и тоже использует "нергию АТФ для совершения механической работы.

Распад АТФ приводит в движение жгутик сперматозоида. Так, может быть, и жгутик бактерии вращается за счет энергии АТФ?

Стали искать сократительные белки — АТФазы у бактерий и в конце концов нашли. Правда, флагеллин, белок бактериального жгутика, не относится к их числу. Все попытки принудить флагеллин к гидролизу АТФ окончились полной неудачей. Но может быть, АТФаза сидит где-то в других частях «мотора», например в дисках? Однако и это предположение пока не подтвердилось.

А стоит ли вообще проводить какие-то аналогии между флагеллами бактерий и жгутиками высших? Ведь бактериальная флагелла гораздо мельче, да и устроена она несравненно проще: это тяж из структурного белка флагеллина, не обладающего какой-либо каталитической активностью. Жгутик сперматозоида гораздо более сложное образование: внутри мембранного чехла одиннадцать трубочек, вытянутых вдоль длинной оси жгутика, есть там сократительные белки и целое хозяйство ферментов.

Ну что ж, давайте откажемся от гипотезы относительно общности механизмов движения бактерии и сперматозоида, но не рискуем ли мы в этом случае вовсе остаться без гипотезы? Ведь все известные до сего времени механизмы биологической подвижности основывались на использовании энергии АТФ сократительными белками.

 

Протонный потенциал движет бактерией

В 1956 году, то есть за пять лет до публикации своей знаменитой гипотезы, Митчел напечатал заметку о возможных механизмах движения флагеллярных бактерий. Один из них мы опустим за ненадобностью (он казался фантастичным и оказался таковым). Но вот другой Митчелов вариант лег в основу нашей рабочей гипотезы спустя «каких-то» 18 лет.

Митчел обратил внимание на то, что «кирпичи» флагеллина в бактериальном жгутике уложены таким образом, что в поперечном сечении жгутик имеет вид толстостенной полой трубки. Что, если, подумал Митчел, эта трубка — гигантский канал, ведущий из бактерии во внешнюю среду? По такому каналу можно было бы, например, выпускать из бактерии ионы К+, которые каким-то образом аккумулируются бактерией, поступая внутрь клетки через всю ее поверхность. А может быть, это канал для входа в клетку ионов Н+ (!), откачивающихся через клеточную поверхность? По Митчелу, в любом из этих случаев вдоль наружной поверхности клетки должен возникать ток ионов, который мог бы приводить в движение бактерию.

Протонный потенциал движет бактерией

В 1974 году Дж. Адлер и его сотрудники опубликовали в США работу по движению мутанта кишечной палочки, лишенного способности синтезировать АТФ за счет дыхания. У мутанта включение дыхания никак не влияло на количество АТФ, который образовывался исключительно за счет брожения. Казалось, дыхание идет на холостом ходу и бесполезно для клетки. К своему удивлению, авторы статьи обнаружили, что это «холостое» дыхание способно поддерживать движение мутантной бактерии.

Они удивились еще больше, когда измерили скорость движения бактерий, обработанных арсенатом. Такая обработка снижала количество АТФ в клетке до практически неизмеримого уровня. И тем не менее лишенные АТФ бактерии отлично двигались, если в среде был кислород и протекал процесс дыхания.

Остановить бактерии удалось, добавив протонофор.

Авторы заключили, что непосредственным источником энергии для движения бактерий служит не АТФ, а какой-то другой компонент, образуемый дыханием. («Промежуточный продукт окислительного фосфорилирования», — писали Адлер и его коллеги, не искушенные в премудростях хемиосмотической гипотезы.)

В то время концепция протонного потенциала была далеко не общепринятой даже в кругу биоэнергетиков. Поэтому вряд ли стоит удивляться, что микробиолог Адлер сформулировал свой вывод в рамках старой схемы, предполагавшей существование каких-то особых химических соединений, образуемых дыханием и потребляемых АТФ-синтетазой.

Однако для меня тогда уже было ясно, что у этих двух систем есть только один общий продукт — протонный потенциал. Стало быть, мутант кишечной палочки, исследованной американскими микробиологами, образовывал за счет дыхания протонный потенциал, который, по-видимому, и служил источником энергии для движения бактериальной клетки. Именно такое толкование опытов Адлера я предложил, выступая летом 1975 года на очередном съезде европейских биохимиков.

В подтверждение своей правоты я привел данные опытов, поставленных А. Глаголевым на пурпурной фотосинтезирующей бактерии. Испытывая различные комбинации ферментных ядов и разобщителей-протонофоров, Глаголев показал, что скорость движения микроба пропорциональна величине протонного потенциала, а не количеству АТФ. Это был важный шаг вперед по двум причинам.

Во-первых, стало ясно, что эффект Адлера не есть некое исключительное свойство или следствие «уродства», присущее одному только мутанту кишечной палочки. Скорее это характерная черта дыхательного аппарата бактерий вообще, поскольку она проявляемся и у мутанта кишечной палочки, и у столь отдаленного в эволюционном отношении вида, как пурпурная бактерия-фотосинтетик, причем нормальный, а не мутантцый штамм. Существенно, что в качестве исходного энергетического ресурса для движения эти бактерии в отличие от кишечной палочки использовали свет, а не дыхание.

Во-вторых, Глаголев не в пример Адлеру «знал, где искать»: он мерил не только АТФ и скорость движения, но и мембранный потенциал. Обнаруженная им линейная зависимость между скоростью движения и потенциалом явилась сильным доводом в пользу нашей рабочей гипотезы.

Тем не менее нужен был прямой эксперимент. И он был вскоре поставлен.

Мы рассуждали таким образом. Если свет у нашей бактерии (или дыхание у кишечной палочки) нужен для движения только постольку, поскольку за их счет генерируется протонный потенциал, то можно получить подвижность и в отсутствие света (или дыхания), создав этот потенциал искусственно. Как это сделать?

Прежде всего необходимо перекрыть все пути образования протонного потенциала белками-генераторами. Затем к таким неподвижным уже бактериям надо добавить, например, кислоту, но не столько, чтобы, избави бог, их убить, а небольшое количество, которое просто создало бы некоторую избыточную концентрацию ионов водорода во внешней среде по сравнению с цитоплазмой бактериальной клетки. Поскольку в обычных условиях протонные генераторы бактерий откачивают ионы Н+ из клетки во внешнюю среду, то добавка кислоты должна имитировать включение генераторов.

С нетерпением я ждал результата этого опыта. Исполнится ли удивительное предсказание гипотезы: очнутся ли от паралича бактерии, отравленные целым коктейлем ядов, если в среду просто добавить немного соляной кислоты?

Опыт такого типа называют «острым». Гипотеза, положенная в основу острого опыта, выбирает из множества один-единственный вариант ответа системы на предполагаемое воздействие. Бактерии неподвижны из-за нехватки энергии. Так почему бы не добавить к ним АТФ — энергетический ресурс всех уже известных механизмов биологической подвижности? Или какой-нибудь другой нуклеозидтрифосфат, пирофосфат, фосфоэнолпируват, ацетилфосфат, ацетилкофермент А, то есть вещества, известные своей способностью оплачивать энергозатраты на отправление определенных биологических функций? А если уж менять рН среды, то почему добавлять кислоту, а не щелочь?

Из всех этих возможностей гипотеза «протонного мотора» прямо указывала на одну. «Добавь кислоты, и они задвигаются!» — подсказывала гипотеза Глаголеву, наблюдавшему в микроскоп обездвиженные бактерии. Они беспомощно броунировали в капле ядовитого раствора, как если бы это были не живые существа, а крупинки китайской туши. Рядом, на том же предметном стекле, — капелька кислоты. Глаголев осторожно смешивает две капли. Что это? Поплыла одна, другая, третья — и вот уже во всем поле зрения появились подвижные бактерии, проворно и как-то деловито, осмысленно снующие в самых различных направлениях.

Удача? А может быть, капля кислоты просто разбавила яды?

Опыт повторяется, но вместо кислоты берется капелька воды. Нет эффекта: бактерии по-прежнему неподвижны. Еще один контроль: вместо кислоты добавляется щелочь. Эффекта нет и в этом случае.

А вдруг кислота разрушила какой-то из ядов? Это крайне маловероятно: ведь изменение кислотности среды в общем-то невелико. И тем не менее...

В работе с такой сложной системой, как живое существо, пусть даже мельчайшее, одноклеточное, всегда можно найти несколько объяснений любому факту. Однако стоящая гипотеза тем и хороша, что она не только объясняет старые факты, но и предсказывает новые. Именно так было установлено, что подвижность возвращается при добавке кислоты к отравленным ядами бактериям.

Что же, отправимся дальше по пути, указанному гипотезой. Легко сообразить, что движение, вызванное кислотой, должно быть явлением временным. По мере поступления ионов водорода в бактерию кислотность внутри клетки должна повышаться, так что в конце концов внутри станет так же «кисло», как снаружи. Это значит, что протонный потенциал рассеется и бактерия остановится.

Известно, что время, необходимое, чтобы уравнялись концентрации ионов Н+ между бактерией и средой, измеряется несколькими минутами. Значит, вызванное кислотой движение должно прекратиться спустя минуты.

И действительно, через три минуты после добавки кислоты поле под микроскопом являло собой печальную картину, которую мы наблюдали в начале опыта: бактерии были неподвижны.

Вот вам и разрушение яда кислотой! Что же это он сначала разрушился, а потом, когда кислота проникла в клетку, опять образовался?

Конечно, нет.

А может быть, вообще клетка становится неподвижной, когда цитоплазма подкислилась?

Все может быть. Но заметьте, каждый следующий факт, предсказанный нашей гипотезой, требует от оппонента какого-нибудь нового предположения. Наша точка зрения ведет к новым фактам, противоположная — к новым предположениям.

И все же проверим, как влияет сама по себе кислотность среды на движение бактерий. Исключим из среды яд, мешавший производству протонного потенциала за счет света, и посмотрим, не обездвижутся ли бактерии при подкислении среды. Оказывается, этого не происходит. В подкисленной среде бактерии весело плавают до тех пор, пока не выключишь свет.

Итак, к чему же мы пришли? Протонный потенциал движет бактерией. Но как? Есть только один путь: ионы Н+ входят в бактерию и «походя» вращают М-диск, а с ним и всю флагеллу. Почему ионы Н+ идут внутрь клетки? Да просто потому, что их снаружи больше, чем внутри. Ведь не зря же мы добавили НС1, которая в воде полностью диссоциирует на Н+ и Сl-.

Если все это так, можно включить механизм движения и другим способом: создать, например, внутри клетки избыток отрицательных зарядов. Тогда даже при равенстве концентраций ионов Н+ внутри и снаружи клетки эти ионы будут поступать внутрь за счет электрических сил, перемещаясь от плюса к минусу.

Сказано - сделано! На стекле две капли. В одной неподвижные, отравленные ядовитой смесью бактерии, в другой еще один яд, антибиотик валиномицин. Этот агент резко повышает проницаемость мембран для ионов калия (К+).

Раствор валиномицина, как и среда с бактериями, не содержит ионов К+. В то же время внутри бактерий много этих ионов. Если теперь слить две капли, то валиномицин атакует бактерии, повысит их калиевую проницаемость и разрешит ионам К+ выйти из бактерии, где их избыток по сравнению с окружающим раствором.

Выходя, ионы К+ зарядят внутренность клетки отрицательно, этот минус притянет К+, и, двигаясь внутрь, Н+ запустит протонный мотор. Бактерии поплывут. Таково предсказание гипотезы.

А что получилось в опыте на самом деле? Бактерии задвигались и вновь через положенное время, когда уравнялись концентрации К+ внутри и снаружи клетки, остановились.

Предвидя новое возражение оппонента (а вдруг валиномицин работал у нас не переносчиком калия, а кем-то еще), мы поставили контрольный эксперимент, где бактерии находились в среде с высоким содержанием калия. Теперь калия было много и внутри и снаружи клетки. В таких условиях валиномицин не включал механизма подвижности. Эффект валиномицина (а также и кислоты) можно было снять и другим способом: добавив в среду разобщитель-протонофор и тем самым сведя к нулю протонный потенциал.

Наши данные по движению пурпурных бактерий были опубликованы у нас в «Биохимии» и за рубежом — в «Нэйчер», Вскоре появились сообщения из США и Японии, где аналогичные результаты получились в опытах на стрептококке и Bacillus subtilis. Параллельно мы проделали такую же работу с классическим объектом микробиологов — кишечной палочкой.

А совсем недавно Т, и А. Глаголевыми и М. Гусевым и К. Никитиной было доказано, что нитчатые сине-зеленые водоросли также используют протонный потенциал для своего скользящего движения по поверхности твердого субстрата.

Это последнее наблюдение свидетельствует, что протонный мотор, однажды изобретенный природой, применяется не только у бактерий, имеющих жгутики. У сине-зеленых водорослей жгутиков нет. Их роль выполняют, по-видимому, фибриллы, лежащие между внешней и цитоплазматической мембранами этих организмов, Сине-зеленые водоросли относятся к царству бактерий (у них есть даже другое название — цианобактерии). А могут ли организмы, принадлежащие к высшим царствам живой природы, двигаться за счет протонного потенциала? Чтобы ответить на этот вопрос, мы занялись движением хлоропластов.

 

Вращение хлоропластов

В тридцатые годы прошлого века французская академия получила от некоего мсье Донне удивительное сообщение. Корреспондент писал, что им обнаружено вращательное движение каких-то частиц в капле протоплазмы, выдавленной из харовой водоросли. Вращение, направленное в одну и ту же сторону, можно было наблюдать под микроскопом в течение многих минут, причем все это время его скорость оставалась постоянной (примерно один оборот за одну-две секунды).

Академия, осаждаемая изобретателями вечных двигателей, не решилась опубликовать заметку Донне. Создали комиссию для проверки поразительного эффекта. Наблюдение полностью подтвердилось. Доклад комиссии опубликовали в «Академических трудах» в 1838 году, после чего то ли Донне проявил настойчивость, то ли сами академики спохватились, но так или иначе заметка этого автора наконец увидела свет в одном из следующих выпусков тех же «Трудов».