Susan Strome1 и William G. Kelly2

1 Department of Biology, Indiana University, Bloomington, Indiana 47405 2 Biology Department, Emory University, Atlanta, Georgia 30322

 

Общее резюме

Механизм детерминации пола у почвенной нематоды Caenorhabditis elegans базируется на соотношении Х-хромосом и наборов аутосом (отношение Х:А). Диплоидные животные с двумя Х-хромосомами (отношение Х:А равно 1) развиваются как гермафродиты, тогда как животные с одной Х-хромосомой (отношение Х:А равно 0,5) развиваются в самцов. Это различие в дозе Х-хромосом между двумя полами, если оно не модулируется, обычно ведет к разным уровням экспрессии сцепленных с X генов и к летальности у одного пола. В этой главе мы обсуждаем разные эпигенетические стратегии, используемые в соматических тканях и в зародышевом пути для модуляции экспрессии генов с Х-хромосом, находящихся в разном числе у червей двух полов, и мы сравниваем стратегии, используемые червями, со стратегиями, используемыми другими организмами для решения той же проблемы различий в дозе Х-хромосом.

В соматических тканях червей выравнивание экспрессии сцепленных с X генов между двумя полами, обозначаемое как «компенсация дозы», происходит путем даун-регуляции экспрессии вдвое с обеих Х-хромосом у пола с XX. Эта даун-регуляция выполняется комплексом компенсации дозы (DCC, dosage compensation complex), который похож на комплекс конденсина. Этот последний участвует в конденсировании всех хромосом клетки для их сегрегации во время деления ядра и образования двух дочерних клеток. Таким образом, DCC может достигать репрессии сцепленных с X генов путем частичной конденсации Х-хромосом. Ключевыми моментами в компенсации дозы у червей являются вопросы о том, как оценивается соотношение Х:А, о том, каким образом DCC собирается исключительно у животных с XX, как DCC «нацеливается» на Х-хромосомы и как он осуществляет даун-регуляцию экспрессии сцепленных с X генов точно вдвое. По каждой из этих позиций в плане механизмов были достигнуты существенные успехи.

Стратегия компенсации дозы, используемая червями, отличается от стратегий, применяемых млекопитающими и плодовыми мушками (Drosophila). Млекопитающие достигают компенсации дозы путем глобального сайленсинга одной из Х-хромосом у пола с XX. Плодовые мушки ап-регулируют экспрессию генов с единственной Х-хромосомы у пола с XX. Это разнообразие стратегий вероятно отражает кооптацию разных предсуществующих систем для специализированной роли уравнивания экспрессии сцепленных с X генов у животных с разным числом Х-хромосом. В ткани зародышевого пути (т.е. в репродуктивных клетках) червей происходит более глубокая модуляция экспрессии генов, сцепленных с X: единственная Х-хромосома у самцов и обе X у гермафродитов глобально сайленсируются. В зародышевых клетках обоих полов Х-хромосомы не имеют модификаций гистонов, ассоциированных с активно экспрессируемым хроматином. Это регулируется, по крайней мере отчасти, белками MES. Более того, у самцов единственная Х-хромосома в каждом зародышевом ядре приобретает модификации гистонов, ассоциированные с гетерохроматиновым сайленсингом. Этот сайленсинг зависит от неспаренного статуса Х-хромосомы в мейозе самцов. Гены, экспрессируемые в зародышевом пути, поразительным образом недопредставлены в Х-хромосоме. Распространенная точка зрения заключается в том, что сильная репрессия единственной Х-хромосомы в мужских мейотических зародышевых клетках вела к нехватке экспрессируемых генов зародышевого пути на Х-хромосоме и к необходимости сайленсинга Х-хромосомы у пола XX. Таким образом, зародышевый путь С. elegans представляет собой интересный случай для исследования того, как хромосомные дисбалансы между полами привели к эпигенетической регуляции хромосомных состояний и сформировали профиль генной экспрессии этой ткани.

 

1. Дисбаланс половых хромосом у С.

elegans

У Caenorhabditis elegans имеются два пола, которые генетически различаются по набору Х-хромосом: черви XX являются гермафродитами, а черви ХО — самцами. Никакой пол-специфичной хромосомы (такой, как Y-хромосома) нет. Гермафродиты и самцы обнаруживают многочисленные пол-специфичные анатомические особенности и обладают разными программами зародышевого пути (рис. 15.1). Эти бросающиеся в глаза различия между полами инициируются у раннего эмбриона и являются результатом подсчета числа Х-хромосом и соответствующего реагирования на эту оценку (Nigon, 1951; обзор см.: Меуег, 2000). Каким образом простая разница в числе половых хромосом или плоидности может транслироваться в такие резко различающиеся программы развития? Важный момент заключается в том, что каждая клетка С. elegans должна оценивать не только число своих Х-хромосом. но и число наборов аутосом. В действительности пол определяется именно соотношением этих двух типов хромосом, так называемым отношением X:А. Диплоидные животные с двумя Х-хромосомами (отношение Х:А равно 1) развиваются как гермафродиты, тогда как животные с одной Х-хромосомой (отношение Х:А равно 0,5) развиваются как самцы. Многие механистические детали такого надлежащего реагирования на отношение Х:А были изящно проанализированы и описываются ниже.

Разница в дозе Х-хромосом между полами без ее модуляции приводила бы к разным уровням экспрессии сцепленных с X генов и к летальности у одного пола. Любопытно, что соматические клетки и зародышевые клетки выработали разные механизмы для решения этой проблемы дозы X (рис. 15.2). Зародышевый путь и соматические линии клеток полностью отделены друг от друга уже к 16—24-клеточной стадии эмбриогенеза. На стадии примерно 30 клеток соматические линии начинают процесс, обозначаемый как «компенсация дозы». Это схема, посредством которой обе Х-хромосомы у животных XX репрессируются в двукратном объеме. Напротив, млекопитающие, как это обсуждается в главах 16 и 17, осуществляют компенсацию дозы путем глобального сайленсинга одной из Х-хромосом у пола XX. а плодовые мушки выполняют компенсацию дозы путем ап-регуляции экспрессии с единственной Х-хромосомы у пола XY В ткани зародышевого пути С. elegans происходит более экстремальная модуляция экспрессии сцепленных с X генов: единственная X у самцов и обе X у гермафродитов глобально сайленсируются Предметом этой главы являются эпигенетические механизмы, осуществляющие компенсацию дозы в соме и сайленсинг Х-хромосомы в зародышевой линии.

 

2. DDC похож на комплекс конденсина

Для понимания сборки и состава комплекса компенсации дозы (DDC, dosage compensation complex) требуется краткое введение, касающееся первых нескольких генов в пути, который регулирует как детерминацию пола, так и компенсацию дозы (обзор см.: Меуег, 1997). xol-1 (xol означает ХО-lethal), первый ген на этом пути, считается главным геном-переключателем, потому что его активность определяется отношением Х:0, а он, в свою очередь, диктует, поведет ли этот путь к развитию самца или гермафродита. XOL-1 является негативным регулятором трех sdc генов (sdc означает дефект в детерминации пола и компенсации дозы — sex determination and dosage compensation defective). Гены sdc кодируют компоненты DCC и регулируют ген детерминации пола her-1 (her означает гермафродитизацию животных ХО). У эмбрионов ХО отношение Х:А, равное 0,5, ведет к высоким уровням содержания белка XOL-1 и низким уровням белка SDC; DCC не собирается, компенсации дозы не происходит и экспрессируется ген детерминации пола her-1, что ведет к мужскому половому развитию. У эмбрионов XX отношение X: А, равное 1, приводит к низкому содержанию XOL-1 и высокому уровню содержания SDC; DCC собирается, компенсация дозы выполняется, а her-1 репрессируется, что приводит к развитию гермафродита. Особенно важным для представлений о сборке DCC является тот факт, что белки SDC экспрессируются только у эмбрионов XX, в ответ на отношение Х:А, равное 1.

Рис. 15.1. Анатомия XX- и ХО-особей С. elegans

В природе у С. elegans существуют два пола, гермафродиты XX и самцы ХО. Гермафродиты и самцы демонстрируют несколько пол-специфичных анатомических особенностей, наиболее заметными из которых является хвост самца, предназначенный для спаривания, и вульва на вентральной поверхности у гермафродитов для получения спермы самца и для откладки яиц. Программы зародышевого пути у них также различаются. Двуплечая гонада у гермафродитов вначале продуцирует сперму, а затем ооциты на протяжении всей жизни взрослой особи. Одноплечая гонада самцов постоянно продуцирует сперму (адаптировано, с любезного разрешения авторов, из Hansen et al., 2004 [©Elsevier])

Рис. 15.2. Обзор регуляции Х-хромосомы

Компенсация дозы происходит в соматических тканях исключительно у гермафродитов XX Сайленсинг Х-хромосом происходит и у самцов ХО, и у гермафродитов XX. Гермафродиты демонстрируют позднюю и частичную активацию сцепленных с X генов во время поздней пахитены оогенеза. Стрелки указывают на единственную примордиальную зародышевую клетку в эмбрионе, которая генерирует зародышевую линию во взрослой гонаде

В дополнение к белкам SDC (SDC-1, SDC-2 и SDC-3) DCC содержит также набор белков DPY (DPY-21, DPY-26, DPY-27, DPY-28 и DPY-30; DPY означает dumpy) и белок MIX-1 (MIX означает «связанный с митозом и Х-хромосомой» — mitosis and X-associated) (табл. 15.1) (обзор см.: Меуег, 2005). Значительное углубление понимания механизма компенсации дозы у червей было достигнуто с открытием того, что часть DCC С. elegans похожа на 13S комплекс конденсина (табл. 15.1 и рис. 15.3) (обзор см.: Меуег, 2005). Комплекс конденсина консервативен у разных видов и играет существенную роль в правильной компактизации хромосом и их сегрегации в ходе митоза и мейоза (обзор см.: Hirano, 2002). MIX-1, DPY-27, DPY-28 и DPY-26, в частности, гомологичны существенным компонентам комплекса конденсина; MIX-1 является также существенным компонентом канонического комплекса конденсина, который действует в митозе и мейозе. Белки SDC и DPY-30 не похожи на известные субъединицы конденсина. Согласно современным взглядам, комплекс DCC был приспособлен из аниестрального комплекса конденсина для специфического «нацеливания» на гены Х-хромосомы и их даун-регуляции, вероятно, путем некоторой конденсации хроматина.

Таблица 15.1. Компоненты , регулирующие экспрессию генов с Х-хромосомы

Почему DCC собирается только у эмбрионов XX? Удивительно, что большинство компонентов DCC поставляются со стороны матери через ооцит как XX-, так и ХО-эмбрионам. Ключевым регулятором сборки DCC является SDC-2 (Dawes et al., 1999). SDC-2 не поставляется со стороны матери и производится только у эмбрионов XX (рис. 15.4), где он, наряду с SDC-3 и DPY-30, рекрутирует остальные субъединицы DCC к Х-хромосомам. Действительно, включения экспрессии SDC-2 у эмбрионов ХО достаточно, чтобы вызвать сборку DCC на единственной Х-хромосоме и включить компенсацию дозы, которая убивает эти эмбрионы. SDC-2, таким образом, направляет специфическое рекрутирование других компонентов DCC, большинство из которых играет другие роли в клетке, и кооптирует их активности для компенсации дозы и детерминации пола.

 

3. Оценка отношения Х:А

Как клетки червя считают Х-хромосомы и аутосомы и выполняют компенсацию дозы, когда отношение Х:А равно 1? Удалось идентифицировать четыре небольших участка Х-хромосомы, обозначаемые как сигнальные элементы X (XSEs), которые вносят вклад в числитель отношения X: A [contributing to the numerator portion of the X:A ratio]. В двух из этих четырех районов были идентифицированы ответственные за это гены: sex-1 и fox-1 (sex означает «сигнальный элемент на X» — signal element on X;fox означает «феминизирующий ген на X» — feminizing geneonX) (Carmietal., 1998; Skipper etal., 1999). Продукты обоих генов подавляют экспрессию xol-1 — гена, наиболее удаленного «выше по течению» в пути детерминации пола и компенсации дозы, — в критическом «окне» эмбрионального развития (рис. 15.4). Поскольку эмбрионы XX продуцируют приблизительно вдвое больше SEX-1 и FOX-1, чем эмбрионы ХО, экспрессия xol-1 гораздо ниже у эмбрионов XX, чем у ХО. SEX-1 является ядерным рецептором гормона, который репрессирует транскрипцию xol-1 (Carmi et al., 1998). FOX-1 является связывающимся с РНК белком, который снижает уровень иРНК xol-1 с помощью посттранскрипционного механизма (Skipper et al., 1999). Доза Х-хромосом, следовательно, эквивалентна дозе сцепленных с X факторов, экспрессируемых с XSEs, которые действуют, подавляя экспрессию xol-1. До сих пор лишь один аутосомный сигнальный элемент (ASE) был идентифицирован как вносящий вклад в знаменатель отношения Х:А (Powell et al., 2005). Этот идентифицированный ген, sea-1, кодирует фактор транскрипции Т-бокса, который активирует транскрипцию xol-1.

Доза аутосом (доза ASE), следовательно, уравновешивает эффекты дозы X (дозы XSE) путем антагонистического действия на главный ген-переключатель, xol-1 (рис. 15.4).

Рис. 15.3. Комплекс компенсации дозы (DCC) и комплекс конденсина

DCC червей похож на комплекс конденсина, функционирующий в конденсации хромосом, когда они проходят через ядерное деление. В частности, DCC содержит несколько субъединиц, которые похожи на субъединицы ХСАР (ХСАР означает «полипептид, связанный с хромосомами, у Xenopus» — Xenopus chromosome-associated polypeptide) в 138-комплексе конденсина, первоначально охарактеризованном у Xenopus. Нативный комплекс конденсина у червей обнаруживает общее сходство с гомологичным функциональным 138-комплексом у Xenopus. Белки SDC и DPY-30 непохожи на известные субъединицы конденсина; вместо этого функционируют в локализации комплекса DCC на Х-хромосоме (Видоизменено из Meyer, 2005)

Рабочая гипотеза относительно того, как это разворачивается у обоих полов, заключается в следующем: диплоидные эмбрионы XX вырабатывают двойную дозу XSE-репрессоров xol-1, которые аннулируют активирующее влияние ASEs. Это удерживает XOL-1 на низком уровне и ведет к развитию гермафродита и осуществлению компенсации дозы. Наоборот, диплоидные эмбрионы ХО продуцируют единичную дозу репрессоров XSE, которая недостаточна для противодействия активирующему влиянию ASEs. Высокие уровни содержания XOL-1 приводят к развитию самца и к невозможности выполнить компенсацию дозы. XSEs и ASEs транслируют сдвиг в отношении Х:А от 0,5 к 1 в переключение пола и в решение, осуществлять ли компенсацию дозы или нет.

Рис. 15.4. Путь детерминации пола и компенсации дозы у С. elegans

Этот рисунок освещает предполагаемые роли сигнальных элементов X (XSEs) и аутосомных сигнальных элементов (ASEs) в регулировании уровней XOL-1 и последующей половой дифференцировке и сборке комплекса компенсации дозы (DCC), который у гермафродитов XX подавляет экспрессию сцепленных с X генов примерно вдвое

 

4. Рекрутирование и распространение DCC

Исследования были сконцентрированы на идентификации особенностей Х-хромосомы, участвующей в рекрутировании DCC. Интересно отметить, что у млекопитающих и плодовой мушки эквивалент DCC «нацеливается» на Х-хромосому комбинацией Х-специфичных не кодирующих РНК и элементов нуклеотидной последовательности Х-хромосомы (см. главы 16 и 17). На сегодняшний день нет данных о том, что некодирующие РНК играют какую-нибудь роль в компенсации дозы у С. elegans. Изящный подход был использован для исследования вопроса о том, рекрутируется ли DCC червей независимо ко многим сайтам или же только к одному или немногим сайтам, после чего комплексы распространяются в примыкающие хромосомные районы (Csankovszki et al., 2004; Meyer, 2005). Черви из штаммов, содержащих дупликации различных участков Х-хромосомы, были окрашены на компоненты DCC. Согласно предложенной интерпретации, ассоциация DCC с дупликацией означает, что дупликация и соответствующий район интактной Х-хромосомы содержат сайт рекрутирования DCC. Отсутствие ассоциации DCC с дупликацией, но связь DCC с соответствующим участком интактной Х-хромосомы, согласно этой трактовке, означают, что участок, включенный в Х-дупликацию, не имеет сайта рекрутирования DCC и, вместо этого, приобретает DCC за счет распространения из соседних районов. Эти эксперименты позволили идентифицировать по крайней мере 13 участков, которые могут независимо рекрутировать DCC, и доказали, что DCC распространяется по Х-хромосоме (рис. 15.5) (Csankovszki et al., 2004).

Рис. 15.5. Опосредованная DCC даун-регуляция Х-хромосом и локуса her-1

В соматических тканях гермафродита DCC уменьшает экспрессию X наполовину и подавляет экспрессию her-1 в 20 раз. DCC собирается у животных XX. Он рекрутируется к узнаю­щим элементам и распространяется по обеим Х-хромосомам, уменьшая экспрессию многочисленных сцепленных с X генов вдвое. Он также связывается с участком аутосомного гена her-1 , находящимся «вверх по течению», и уменьшает экспрессию в 20 раз (обозначается DCCH, чтобы показать, что комплекс, связывающийся с her-1 , не имеет белка DPY-21) (видоизменено, с любезного разрешения авторов, из Alekseyenko and Kuroda, 2004; иллюстрация Kathenne Sutliff[©AAAS])

Некоторые из этих участков рекрутируют в сильной степени, другие — в слабой, заставляя предполагать либо присутствие варьирующего числа сайтов рекрутирования, либо присутствие сайтов с варьирующей способностью рекрутировать и (или) стимулировать распространение вдоль Х-хромосомы. Тестирование все более мелких участков сузило сайт рекрутирования DCC одного участка до 33 п.о. (Меуег, 2005). Эта последовательность длиной 33 п.о. является уникальной в геноме. Определение других минимальных сайтов рекрутирования — дело первостепенной важности. Другая важнейшая задача — выяснить, каким образом происходит распространение DCC из первоначальных сайтов рекрутирования. Распространение может быть опосредовано кооперативными взаимодействиями между DCCs или же локальными видоизменениями хроматина в структуру, облегчающую связывание все бОлыиих количеств DCC в петле с положительной обратной связью, как это было показано для распространения гетерохроматина у Schizosaccharomyces pombe (глава 8).

 

5. Эффекты DCC: даун-регуляция сцепленных с X генов и аутосомного гена

her-1

Регулирование структуры хроматина для достижения скромного двукратного изменения экспрессии сцепленных с X генов, как это происходит у червей и плодовых мушек, представляется, с механистической точки зрения, весьма интересным. У плодовых мушек модуляция экспрессии генов связана с определенными модификациями гистонов и с утратой линкерного гистона из Х-хромосомы (см. Главу 16). В соматических клетках червей-гермафродитов не было отмечено никаких явных различий ни в уровне, ни в спектре модификаций гистонов на двух Х-хромосомах с компенсацией дозы по сравнению с аутосомами. Млекопитающие, плодовые мушки и черви, по-видимому, приспособили разные предсуществовавшие системы для специализированной роли модуляторов экспрессии генов на Х-хромосоме. Млекопитающие адаптировали основанный на гетерохроматине сайленсинг для инактивации одной из двух Х-хромосом у ХХ-пола. Плодовые мушки приспособили модифицирующую хроматин машинерию для изменения состояния единственной Х-хромосомы у животных XY, что приводит к ап-регуляции экспрессии генов. С. elegans адаптировали механизм конденсации хромосом, используемый в митозе и мейозе, для даун-регуляции обеих Х-хромосом у ХХ-пола. Важнейшими вопросами являются механизм даун-регуляции у червей и то. каким образом она ограничена двукратными изменениями.

При сходстве DCC и 13S комплекса конденсина вероятный механизм даун-регуляции экспрессии генов заключается в опосредованной DCC конденсации хроматина. Это может ограничивать доступ РНК полимеразы и (или) транскрипционных факторов к промоторным районам, мешать продвижению РНК-полимеразы через транскрипционные единицы и (или) замедлять реинициацию транскрипции в каждом гене. Ключи к механизму репрессии могут оказаться в единственном аутосомном локусе her-1, который является единственной известной аутосомной мишенью DCC и который демонстрирует более экстремальную, 20-кратную даун-регуляцию экспрессии генов, опосредованную DCC (рис. 15.6) (Dawes etal., 1999; Chuetal., 2002). Репрессия her-1 стимулирует половое развитие по гермафродитному типу (рис. 15.4). Следовательно, DCC способен достигать в 10 раз большей репрессии в her-1, чем он достигает на Х-хромосомах. Одним известным различием между DCC, связанным с Х-хромосомами, и комплексом, связанным с her-1, является DPY-21. DPY-21 присутствует на Х-хромосомах, но не в локусе her-1 (Yonker and Меуег, 2003).

135-комплекс конденсина нужен для регулирования структуры хромосом в масштабах всего генома, чтобы облегчить сегрегацию хромосом. Адаптация и модификация комплекса конденсина для формирования ВВС делают его эффекты более тонкими и сужают его регуляцию до (преимущественно) одной хромосомы. DCC с DPY-21 слабо репрессирует транскрипцию многих генов на Х-хромосоме, тогда как DCC без DPY-21 каким-то образом сильно подавляет транскрипцию в локусе her-1. В будущем было бы крайне интересно проанализировать, каким образом разные комплексы конденсин/ DCC осуществляют свои различающиеся функции.

 

6. Регулирование Х-хромосом в зародышевом пути

У С. elegans для регулирования экспрессии с Х-хромосом в зародышевом пути используются другие стратегии, чем в соматических тканях, поскольку соматический способ регуляции Х-хромосом (т.е. с помощью DCC) не действует в зародышевых клетках. Некоторые существенные компоненты соматического DCC не экспрессируются в зародышевой линии (например, SDC-2); другие же экспрессируются в зародышевых клетках, но обнаруживаются на всех хромосомах (например, MIX-1, DPY-26 и DPY-28). У С. elegans MIX-1, как упоминалось выше, является компонентом и DCC, и канонического комплекса конденсина. Согласно современным взглядам, конденсиноподобный комплекс был приспособлен к тому, чтобы играть специализированную специфичную для Х-хромосомы роль, но эта роль, по-видимому, осуществлялась лишь в соматических тканях. В зародышевом пути те белки DCC, которые экспрессируются, заняты, вероятно, на более общих ролях в митотической и мейотической организации и сегрегации хромосом.

Отсутствие членов DCC в зародышевой линии ставит вопрос о том, действует ли в этой ткани какой-нибудь способ компенсации дозы. Напомним, что функция компенсации дозы заключается в том, чтобы достичь эквивалентной экспрессии сцепленных с X генов у обоих полов и обеспечить тем самым жизнеспособность и нормальное развитие. Современные данные позволяют предположить, что, в противоположность двукратной даун-регуляции обеих Х-хромосом в соматических клетках XX, Х-хромосомы глобально сайленсируются на большинстве стадий развития зародышевой линии как у животных XX, так и у животных ХО (рис. 15.6). Отсутствие транскрипции с Х-хромосом в зародышевых клетках обоих полов, казалось бы, делает не нужной пол-специфическую регуляцию этой хромосомы. Тем не менее, существуют специфические механизмы, регулирующие Х-хромосомы в зародышевых клетках и, как подозревают, эти механизмы мало похожи по форме и функциям на соматические механизмы, уже описанные в этой главе.

 

7. Развитие зародышевого пути и сайленсинг Х-хромосомы

У С. elegans взрослые гонады обоих полов содержат упорядоченный ряд последовательных стадий развития зародышевых клеток. Зародышевые клетки пролиферируют в дистальном участке, вступают в мейоз в средней части и завершают гаметогенез в проксимальном районе (рис. 15.1 и 15.7) (обзор см.: Schedl, 1997). У самцов ХО эта прогрессия имеет место в единственном тубулярном семеннике, который постоянно производит сперму. У гермафродитов XX два тубулярных плеча гонады вначале, на поздней личиночной стадии, производят сперму, а затем, во взрослом состоянии, переключаются на производство оопитов. Зрелые ооциты выталкиваются в сперматеки и оплодотворяются спермой, находясь здесь до последующей экструзии в матку. Таким образом, производство некоторого количества спермы червями XX делает возможным гермафродитный способ размножения взрослой особи. Однако яичник и некоторые другие соматические ткани у взрослых животных XX могут считаться по существу женскими по своей идентичности и функции.

Х-хромосомы в зародышевой линии сайленсируются и у гермафродитов XX. и у самцов ХО. Этот сайленсинг характеризуется такими репрессивными гистоновыми метками, как метилирование H3K27; Х-хромосомы в зародышевых клетках гермафродита особенно обогащены H3K27me3 (Bender et al., 2004). Имеет место также отсутствие ацетилирования гистонов, обычно связанное с активным хроматином, и метилирование H3K4, которое, как показывает иммунофлуоресцентный анализ (рис. 15.7), коррелирует с активно транскрибируемыми районами (Kelly et al., 2002). Сайленсинг Х-хромосомы в зародышевой линии С. elegans достигается преимущественно с помощью двух механизмов, обсуждаемых ниже (рис. 15.6). Первый работает посредством мейотического сайленсинга неспаренной ДНК (MSUD), который включает единственную Х-хромосому у животных ХО. Второй механизм работает посредством модификаций гистонов, опосредованных белками MES; этот механизм сайленсинга наиболее интенсивно изучался у животных XX, но, вероятно, действует и у животных ХО. У ранних эмбрионов сайленсинг отцовской Х-хромосомы сохраняется на протяжении нескольких клеточных циклов после оплодотворения и обозначается как сайленсинг импринтированной Х-хромосомы (imprinted X silencing) (рис. 15.6).

Рис. 15.6. Регуляция Х-хромосом в жизненном цикле гермафродита XX

Этот рисунок иллюстрирует, что Х-хромосомы регулируются разными механизмами на разных стадиях и в разных тканях: инактивация импринтированной X (I) отцовской Х-хромосомы у раннего эмбриона, компенсация дозы (DC) в соматических тканях эмбрионов и червей 30-клеточной и более поздних стадий и опосредованный MES сайленсинг в зародышевом пути. Мейотический сайленсинг неспаренной ДНК (MSUD) также происходит в зародышевой линии; это сайленсирует единственную Х-хромосому у самцов ХО

 

8. Единственная Х-хромосома у самцов обнаруживает метки гетерохроматина

Самое раннее предположение, что в зародышевой линии Х-хромосома отличается от аутосом, вытекает из цитологических наблюдений. Единственная Х-хромосома у червей-самцов приобретает характерную структуру во время пахитены в мейотической профазе — она гиперконденсируется, формируя шаровидную структуру, напоминающую «половое тельце» XY, видимое во время мужского мейоза у млекопитающих (Goldstein and Slaton, 1982; Handel, 2004). Аутосомы конденсируются позже в мейотической профазе, близко к началу сперматогенеза. Преждевременная конденсация Х-хромосомы также видна во время мужского мейоза у гермафродитов XX и у сексуально трансформированных самцов XX; это позволяет предполагать, что преждевременная конденсация Х-хромосомы происходит в ответ на пол зародышевой клетки, а не на статус плоидности или спаренности Х-хромосомы. Соответственно, у гермафродитов XX зародышевые клетки, предназначенные для оогенеза, не обнаруживают преждевременной конденсации Х-хромосомы.

В дополнение к преждевременной конденсации единственная Х-хромосома у самцов ХО временно аккумулирует заметные количества H3K9me2, которые появляются во время пахитены и исчезают в диплотене (рис. 15.7) (Kelly et al., 2002). Это обогащение H3K9me2 не происходит в ходе сперматогенеза XX, как у гермафродитов, так и у трансформированных самцов XX. Однако обогащение Х-хромосомы H3K9me2 наблюдается в оогониях, проходящих стадию пахитены у трансформированных по полу гермафродитов ХО, причем динамика этого процесса сходна с таковой у самцов ХО (Bean et al., 2004). Специфичное приобретение метки гетерохроматина на Х-хромосоме в мейозе ХО оказывается, таким образом, следствием ее неспаренного статуса, а не пола данной зародышевой линии, через которую она проходит. «Нацеливание» H3K9me2 на неспаренную ДНК не ограничивается нуклеотидными последовательностями Х-хромосомы; оно обнаруживается также на неспаренных аутосомных фрагментах и транслокациях (Bean et al., 2004).

Такая «нацеливаемая» репрессия неспаренной ДНК в мейозе имеет место не только у С. elegans. Подобное распознавание и репрессия неспаренной ДНК происходят во время мейоза и у других организмов, в том числе у Neurospora и мыши. Это явление обозначается как MSUD (meiotic silencing of unpaired DNA — мейотический сайленсинг неспаренной ДНК) (Shiu et al., 2001; Baarends et al., 2005; Turner, 2005; Turner et al., 2005). У мышей, например, «половое тельце» XY со слабым синапсом во время мужского мейоза аналогичным образом обогащено H3K9me2, и это является следствием его неспаренного состояния (Cowell et al., 2002; Turner et al., 2005). Мейотический сайленсинг у Neurospora требует активности белков с консервативными ролями в РНК-интерференции (RNAi). В их число входят РНК-направляемая РНК-полимераза (RdRP), белок, родственный белку Argonaute (консервативный компонент инуцируемых РНК сайленсирующих комплексов, RISCs) и нуклеаза Dicer (обзор см. Nakayashiki, 2005; см. главу 8). У С. elegans обогащение H3K9me2 на неспаренной ДНК нуждается в EGO-1, RdRP, которая ограничена зародышевой линией, но не требует Dicer (Maine et al., 2005). Это заставляет предполагать, что в то время как имеет место консерватизм мейотического сайленсинга (репрессии неспаренной ДНК), механизм, с помощью которого это достигается, мог по-разному развиваться у разных организмов.

Рис. 15. 7. Эпигенетическая регуляция Х-хромосом во время развития зародышевых клеток

У обоих полов зародышевые клетки проходят митоз (слева), вступают в мейоз в переходной зоне и проходят профазу мейоза I. У обоих полов клетки, предназначенные для формирования спермы, завершают мейотические деления в гонаде. У гермафродитов клетки, предназначенные для формирования ооцитов, проходят через мейотическую профазу в гонаде и завершают мейотические деления после овуляции и оплодотворения. Присутствие разнообразных модификаций гистонов на Х-хромосоме (Х-хромосомах) в зародышевых клетках показано красными (для репрессивных модификаций) и зелеными (для активирующих модификаций) полосками. Как показано на врезках справа, антитела к конкретным модификациям гистонов показывают, что Х-хромосомы в зародышевых ядрах маркируются иначе, чем аутосомы, и сайленсированы. H3K4me2 (зеленый цвет), метка активно экспрессируемого хроматина, отсутствует в Х-хромосомах пахитенных ядер XX. H3K9me2 (зеленый цвет), метка гетерохроматина, сконцентрирован на Х-хромосоме в пахитенных ядрах ХО. ДНК окрашивается красным цветом. Стрелки указывают репрезентативные Х-хромосомы на каждом изображении

В противоположность тому, что происходит в мейозе самцов ХО, Х-хромосомы либо в сперматогониях XX, либо в оогониях XX не накапливают H3K9me2 в сколько-нибудь заметных количествах. Это различие обусловлено, вероятно, полным синапсисом Х-хромосом в мейозе гермафродитов. Почему сайленсинг неспаренных ДНК обычно оказывается консервативной чертой полового воспроизведения? У многих организмов спаривание гомологов ограничено исключительно мейозом, и во время синапсиса новые вставки, уникальные для одного из гомологов, экспонировались бы как участки неспаренной ДНК. Предположили, что распознавание и сайленсинг неспаренных последовательностей во время мейоза обеспечивают механизм для самосканирования (self-scanning) диплоидного генома и могли бы обеспечить защиту против инвазии (или экспансии) перемещаемых элементов. Как еще одно следствие, следует отметить, что гены, экспрессируемые во время мейоза, сталкивались бы с сильным отбором против нахождения их на неспаренной хромосоме (такой, как Х-хромосома самца). Такой отбор приводил бы к формированию уникального генетического профиля Х-хромосомы, наблюдаемого у С. elegans. Интересно пофантазировать на тему о том, что геномная война между транспозонами и их хозяевами и эпигенетические механизмы, развившиеся как оружие в этой битве, сформировали геномы и привели к генетической изменчивости. Эта генетическая изменчивость, в свою очередь, могла создать дефекты спаривания, достаточные для включения мейотического сайленсинга существенных локусов и, отсюда, мейотической несовместимости. Таким путем эпигенетический сайленсинг во время мейоза теоретически мог внести свой вклад в репродуктивную изоляцию и видообразование.

 

9. Влияние MSUD на паттерны экспрессии генов в зародышевом пути

Исследования транскрипции в зародышевой линии в масштабах экспрессии всего генома показали, что имеется замечательная разница в профилях накопления иРНК с генов, картирующихся на Х-хромосоме, по сравнению с генами аутосом (Reinke et al., 2000, 2004). Гены, необходимые для сперматогенеза, а также общие, или «внутренние» («intrinsic») гены, экспрессируемые в зародышевой линии, явно «недопредставлены» в Х-хромосоме. Гены с увеличенной экспрессией в зародышевых линиях оогенеза также «недопредставлены» в Х-хромосоме, но не до такой степени, как гены сперматогенеза или «внутренние» гены зародышевой линии. Другими словами, гены, которые необходимы для жизнеспособности и функционирования зародышевых клеток, по большей части в Х-хромосоме отсутствуют. Действительно, большинство генов, связанных с оогенезом и находящихся в Х-хромосоме, демонстрируют экспрессию на поздних стадиях мейоза, что коррелирует с активацией Х-хромосомы (рис. 15.6и15.7).0 поздней мейотической активации свидетельствует накопление «активирующих» модификаций гистонов к концу пахитены, в том числе ацетилирование H3 и Н4 и метилирование H3K4Ю до уровней, сравнимых с уровнями, которые наблюдаются в аутосомах (Kelly et al., 2002). Это позволяет предполагать, что тенденция к тому, чтобы гены не локализовались в Х-хромосоме, наиболее выражена для тех из них, которые функционируют на ранних стадиях развития зародышевых клеток, общих для обоих полов. Кроме того, идентифицировали ряд дупликаций генов с паралогами Х/аутосома, в которых аутосомная копия однозначно требовалась для функционирования зародышевых клеток. В этих примерах сцепленная с X копия функционирует в соматических линиях, но не требуется в зародышевых клетках, в которых активна аутосомная копия (Maciejowski et al., 2005). В совокупности вышеописанные данные позволяют предполагать, что Х-хромосома является недружелюбной средой для генов с функциями, существенными для ранних зародышевых клеток у обоих полов. Гены, которые требуются лишь во время позднего оогенеза (т.е. требующиеся только в женских зародышевых клетках поздних стадий; рис. 15.2), были бы иммунными к давлению отбора, вызываемому асинапсисом в мужских зародышевых клетках, и таким образом их сцепление с X было бы возможным.

Гены С. elegans с функциями, существенными для ранних стадий зародышевой линии, очевидно были исключены из Х-хромосомы. были утеряны из Х-хромосомы или подверглись дупликации, после чего зародышевая линия зависела уже от аутосомной копии. Последнее предполагает возможный путь для эволюции уникального генетического профиля Х-хромосомы. Аналогичные силы, по-видимому, действуют на сцепленные с X гены и у других видов, в том числе у плодовой мушки и у млекопитающих (Wu and Xu, 2003). Однако в настоящее время мы не понимаем механизмы, удаляющие гены зародышевой линии из Х-хромосомы.

 

10. Регуляция сайленсинга Х-хромосомы модификаторами гистонов MES

В предыдущем разделе описывалась репрессия посредством формирования гетерохроматина, специфичная для единственной Х-хромосомы у самцов ХО и ограниченная стадией пахитены мейоза благодаря MSUD. Каким образом Х-хромосомы поддерживаются в репрессированном состоянии хроматина на протяжении других стадий развития зародышевой линии и у гермафродитов XX? Генетический скрининг мутантов со стерильностью, обусловленной материнским эффектом (mes — matemal-effect sterile), выявил группу из четырех генов mes, которые участвуют в сайленсинге Х-хромосомы у животных XX, а также, вероятно, и у животных ХО. Совместное применение генетического и молекулярного анализа показало, что кодируемые белки MES влияют на сайленсинг, регулируя часть спектра модификаций гистонов, обнаруживаемого на Х-хромосомах в зародышевых клетках. Их функции существенны для выживания и развития зародышевых клеток.

Три белка MES — MES-2, MES-3 и MES-6 — функционируют вместе в составе комплекса, похожего на Репрессивный Комплекс Polycomb (PRC2 у плодовой мушки и позвоночных (см. Xu et al., 2001; Bender et al., 2004; Keteletal., 2005; глава 11). MES-2 и MES-6 червей — это ортологи двух субъединиц PRC2, E(Z) (Enhancer of zeste) и ESC (Extra sex combs) (табл. 15.1). E(Z) и ESC, во взаимодействии по крайней мере с двумя другими партнерами, катализируют метилирование H3K27 гистона, которое, как упомянуто выше, является репрессивной модификацией гистонов. Аналогично этому, MES-2 и MES-6, в комплексе с новым белком MES-3, опосредуют метилирование H3K27 (рис. 15.8). Домен SET белка MES-2 ответствен за метилтрансферазную (НКМТ) активность в отношении лизинов гистонов, тогда как MES-6 и MES-3 оказываются необходимыми либо для связывания с субстратом, либо для усиления каталитической активности. MES-2, MES-3 и MES-6 ответственны за все выявляемое ди- и триметилирование по H3K27 (H3K27me2 и H3K27me3) в большинстве районов зародышевой линии и у ранних эмбрионов, но еще одна НКМТ катализирует это метилирование в соматических тканях. Важно отметить, что в пределах зародышевой линии содержание полностью репрессивной метки, H3K27me3, в Х-хромосомах повышено (рис. 15.8) (Bender et al., 2004). Одним из последствий уничтожения метилирования H3K27 в зародышевой линии является активация генов на Х-хромосоме; у мутантов mes-2, mes-З или mes-6 Х-хромосомы в зародышевой линии гермафродитов не имеют H3K27me, приобретают метки активного хроматина (например, H3K4me и Н4К12ас) и декорируются транскрипционно активной формой РНК-полимеразы (Fong et al., 2002; Bender et al., 2004). Эти данные позволяют предположить, что комплекс MES-2/3/6 участвует, возможно даже непосредственно, в сайленсинге Х-хромосом в зародышевой линии червей. Действительно, предполагается, что десайленсинг Х-хромосом является причиной дегенерации зародышевой линии, наблюдаемой у гермафродитов мутантов mes. Аналогично участию MES-2 и MES-6 в сайленсинге Х-хромосом зародышевой линии гомологи MES-2 и MES-6 у позвоночных участвуют в инактивации соматической Х-хромосомы у животных XX (главы 11 и 17).

Рис. 15.8. Модель, показывающая, каким образом MES-2/3/6 и MES-4 участвуют в сайленсинге Х-хромосомы в зародышевой линии

Комплекс MES-2/3/6 концентрирует метку репрессивного хроматина (H3K27me3) на Х-хромосомах и отталкивает MES-4 от Х-хромосом. MES-4 концентрирует другую метку хроматина (H3K36me2) на аутосомах и, как предполагается, отталкивает неизвестный репрессор (желтый шестиугольник), помогая тем самым сфокусировать действие этого репрессора на Х-хромосомах. Результатом оказывается сайленсинг Х-хромосом в результате совместного действия репрессора «желтый шестиугольник» и катализируемого MES-2/3/6 репрессивного метилирования гистонов

Каким образом комплекс MES-2/3/6 «нацеливается» на участки ДНК, предназначенные для репрессирования, и как метилирование H3K27 подавляет экспрессию генов? Ответы на эти вопросы мы получаем на Drosophila (глава 11). У мух комплекс E(Z)/ESC рекрутируется связывающимся с ДНК белком РНО к определенным сайтам, называемым элементами ответа Polycomb (PREs — Polycomb Response Elements) (Wang et al., 2004). После того как этот комплекс локально метилирует H3K27, репрессия генов опосредуется, по крайней мере частично, рекрутированием репрессивного комплекса Polycomb 1 (PRC1) к H3K27me (Wang et al., 2004). Удивительно, что геном С. elegans не содержит явных гомологов pho или большинства генов, кодирующих PRC1. Поэтому «нацеливание» комплекса MES-2/3/6 и то, как он достигает репрессии, связано, вероятно, со стратегиями, отличающимися от тех, что используются у Drosophila.

Четвертым белком MES, участвующим в репрессии Х-хромосомы в зародышевой линии, является MES-4. Его распределение является нестандартным для связанных с хромосомой белков и полностью противоположно тому, что можно было бы ожидать. В противоположность другим белкам MES, MES-4 связывается с пятью аутосомами, в виде бэндов, и совершенно отсутствует на большей части длины Х-хромосомы (рис. 15.8) (Fong et al., 2004). MES-4, подобно MES-2, содержит домен SET и тоже обладает активностью НКМТ (Bender et al., 2006). Он отвечает за большую часть выявляемого диметилирования H3K36 (H3K36me2) в зародышевой линии и у ранних эмбрионов. Как позволяет предсказать связь MES-4 с аутосомами, H3K36me2 заметно концентрируется на аутосомах. В соматических тканях и у эмбрионов на поздних стадиях развития за метилирование H3K36 отвечает другая НКМТ. Эта последняя активность оказывается связанной с транскрипционной элонгацией, как и в случае дрожжей. Опосредованное MES-4 метилирование H3K36 на аутосомах не зависит от транскрипции и, вероятно, играет другую, нужную для зародышевой лини, эпигенетическую роль (Bender et al., 2006).

Ключевые нерешенные моменты определяют, каким образом MES-4 «нацеливается» на аутосомы и какую роль он там играет. Интересно, что исключение MES-4 из Х-хромосом требует MES-2, MES-3 и MES-6 (рис. 15.8); в отсутствие любого из этих белков MES MES-4 распространяется на X (Fong et al., 2002). Полагают, что нормальная концентрация MES-4 на аутосомах участвует в сайленсировании генов на X. Одна из моделей заключается в том, что MES-4 и (или) его метальная метка (H3R36me2) отталкивает глобальные репрессоры хроматина (желтые шестиугольники на рис. 15.8) с аутосом и таким образом фокусирует действие репрессоров на Х-хромосомах (Fong et al., 2002). Утрата MES-4 вытитровывала бы эти репрессоры с Х-хромосомы на аутосомные районы, и это приводило бы к десаиленсингу X. Комплекс MES-2/3/6 является логическим кандидатом на роль отталкиваемого MES-4 репрессора Однако распределение метилирования H3K27, катализируемого MES-2/3/6, не изменяется видимым образом у мутантов mes-4. Поэтому продолжаются поиски других репрессоров, которые могут принимать в этом участие. Эта модель действия MES-4 сходна с моделью «приобретения специфичности через предотвращение неоднородности» («gaining specificity by preventing promiscuity»), предложенной для Dot1 Saccharomyces cerevisiae (van Leeuwen and Gottschling, 2002). Полагают, что опосредованное Dot1 метилирование H3K79 по хромосомам отталкивает репрессоры Sir и помогает сфокусировать их действие на теломерах. Утрата Dot1 делает возможным распространение Sirs от теломер и приводит к десайленсингу теломер.

Фенотип mes представляет собой превосходный пример эпигенетического феномена с прямой связью с модификациями гистонов. Мутация, связанная с материнским эффектом, определяется как такая мутация, мутантный фенотип которой не выявляется у гомозиготных мутантов первого поколения, но зато обнаруживается у их потомства. В случае мутантов mes/mes первого поколения присутствие некоторых количеств продукта MES дикого типа, продуцируемых матерью mes/+ и упакованных в ооцит, достаточно для должной экспансии двух примордиальных клеток в более чем тысячу полностью функциональных зародышевых клеток. Однако зародышевые клетки у этих фертильных червей mes/mes не могут продуцировать функциональный продукт MES для своего потомства. В результате у этого потомства примордиальные зародышевые клетки претерпевают незначительную пролиферацию и дегенерируют. Активности НКМТ, кодируемые mes-2 и mes-4, должны устанавливать наследуемое состояние хроматина, которое соответствующим образом поддерживается в многочисленных потомках двух первоначальных примордиальных зародышевых клеток. Современная модель функционирования белка MES (рис. 15.8) сводится к тому, что MES-2, MES-3 и MES-6 действуют в комплексе и концентрируют репрессивную модификацию хроматина (H3K27me) на Х-хромосомах в зародышевой линии и непосредственно участвуют в сайленсинге Х-хромосомы. Их активность отталкивает также MES-4 от X. В результате MES-4 покрывает аутосомы H3K36me и модифицирует их — предполагается, что их активность отталкивает репрессивную активность и помогает сфокусировать ее на X. Полагают, что эта система MES действует эпигенетически в зародышевой линии матери и в ранних эмбрионах и устанавливает домены хроматина, которые должным образом маркированы для последующей экспрессии (аутосомные районы) или сайленсинга (Х-хромосомы) в ходе развития зародышевой линии у личинок (см. рис. 15.6). Утрата этой системы MES ведет к гибели зародышевой линии и стерильности, вероятно благодаря, по крайней мере отчасти, десайленсингу Х-хромосом.

 

11. Х-хромосома спермия импринтирована

Геномы, привнесенные разными гаметами, поступают в зиготу с весьма различными эпигенетическими историями (рис. 15.6). Хотя Х-хромосома неактивна на ранних стадиях зародышевых клеток у обоих полов, в оогенезе эта X становится функционально активной (Fong et al., 2002; Kelly et al., 2002). Напротив, в ходе мужского мейоза Х-хромосома никогда не активируется, подвержена преждевременной конденсации и в мейозе особей ХО дополнительно обогащена H3K9me2 (рис. 15.7) (Kelly et al., 2002; Bean et al., 2004). Во время сперматогенеза модификации гистонов прогрессивно утрачиваются со всех хромосом по мере того, как они вступают в мейотические деления и становятся гиперконденсированными для упаковки в сперматиды (рис. 15.7). Предполагают, что гиперконденсация обусловлена замещением гистонов специализированными, сильно основными белками, называемыми протаминами, как это происходит и у других организмов, хотя еще и не показано у червей. Таким образом, геном спермия поступает в яйцеклетку в основном лишенным модификаций гистонов (и, вероятно, лишенным самих гистонов). Это контрастирует с хроматином ооцита, который продолжает демонстрировать значительные уровни большинства активирующих модификаций гистонов даже во время конденсации хромосом в диакинезе (рис. 15.7). Важно отметить, что РНК-полимераза отсутствует на ДНК во время созревания ооцитов и, следовательно, модификации гистонов, сохраняемые хроматином, могут отражать скорее транскрипционный «потенциал», чем транскрипционную активность. Таким образом, зигота наследует два эпигенетически различных генома и, в частности, две Х-хромосомы с очень разными транскрипционными историями — недавно активную, происходящую из ооцита Хт, и происходящую от спермия Хр с незначительной или вовсе никакой транскрипционной активностью в недавнем прошлом. Отметим, что благодаря гермафродитному способу воспроизведения С. elegans и способности гермафродитов спариваться с самцами потомки XX могут унаследовать Хр от своего родителя XX или от родителя ХО.

Вскоре после вхождения в ооцит ДНК спермия одновременно накапливает модификации гистонов и начинает деконденсироваться, образуя мужской пронуклеус. У эмбрионов XX хроматин Хр, в отличие от аутосом, не накапливает во время деконденсации ацетилирование гистона H3 или H3K4me2 (рис. 15.6) (Bean et al., 2004). Однако между Хр и аутосомами нет различий в модификациях гистона Н4. В пронуклеусе ооцита все хромосомы, включая Хт, модифицированы сходным образом и остаются такими в ходе всего эмбриогенеза. Удивительно, что специфичное для Хр отсутствие модификаций H3 поддерживается после репликации ДНК и переживает множественные циклы клеточных делений, а потому было названо «эпигенетическим импринтом». Однако постепенно этот импринт утрачивается; иначе говоря, на Хр все более и более начинают выявляться специфичные для H3 модификации, пока не исчезнут какие-либо явные различия между Хр и другими хромосомами в уровне H3K4me2 (рис. 15.6). Природа этого импринта пока еще не известна, но его постепенная реверсия на протяжении нескольких циклов клеточных делений согласуется с разбавлением этой метки, связанным с репликацией. Поскольку отсутствие модификаций ограничено специфичными для гистона H3 добавками, можно предположить, что то, что замещается, является специфичной для Хр (или более многочисленной в Хр) молекулой, подобной H3, которая либо не модифицирована, либо не способна к модификации; например, это мог бы быть вариант гистона H3. Состав и структура хроматина во время сперматогенеза в настоящее время исследуются.

Этот импринт Хр у эмбрионов XX выявляется как у потомства от скрещиваний (когда сперма происходит от родителя ХО), так и в потомстве от самооплодотворения (когда сперма происходит от родителя XX). Статус спаривания Х-хромосомы в ходе сперматогенеза и, таким образом, «нацеливание» H3K9me2 на Х-хромосому и ее обогащение этой модификацией не играют, следовательно, явной роли в установлении импринта Хр. Однако стабильность этого импринта — то есть число клеточных делений, после которых его все еще можно легко наблюдать — существенно увеличивается в потомстве от спермы, происходящей от родителя ХО, по сравнению со спермой, происходящей от родителя XX (Bean et al., 2004). Следовательно, сборка гетерохроматина на неспаренной ДНК во время мейоза имеет последствия, которые сохраняются на протяжении ранних эмбриональных стадий. Важно отметить, что у млекопитающих наблюдается консерватизм как базирующегося на спаривании мейотического сайленсинга, так и инактивации импринтированной Хр, как это обсуждается в главе 17.

Биохимическая основа этого импринта и его эффектов неизвестна. В противоположность тому, что имеет место у млекопитающих, последствия унаследования обеих Х-хромосом с таким импринтом или без него у червей не очевидны. В самом деле, давно считалось, что генетический импринтинг per se (детально рассмотренный в главе 19) у С. elegans отсутствует, поскольку однородительское наследование любой хромосомы не имеет никаких явных последствий для развития и жизнеспособности. Сообщалось, однако, что Хр предпочтительно и часто теряется в ходе раннего развития в условиях стресса (Prahlad et al., 2003), хотя нет никаких данных о механизме, который мог бы вызывать столь необычное хромосомное поведение. У многих организмов обнаруживается предпочтительная утеря унаследованных от отца хромосом, а в крайних случаях во время эмбрионального развития утрачивается весь отцовский геном (Goday and Esteban, 2001). Описание таких резких различий в регулировании генома, основанных исключительно на поле родителя, от которого происходит данный генетический вклад, дало начало оригинальной концепции генетического импринтинга (обзор см.: Hernck and Seger, 1999). Имеет ли это отношение к эпигенетическому импринтингу, наблюдаемому у С. elegans, предстоит еще выяснить.

Хр оказывается неактивной в ранних эмбрионах XX, тем не менее никогда не сообщалось о каких-либо вредных последствиях патроклинного наследования X (т.е. у животных ХрХр; Haack and Hodgkin, 1991). Уникальный генетический состав Х-хромосомы может помочь объяснить, почему однородительское наследование у С. elegans не является явно вредным. Кроме малого количества спермы и экспрессируемых только в зародышевой линии локусов на Х-хромосоме гены, кодирующие ранние зиготические транскрипты, и гены, требующиеся для раннего эмбрионального развития, также резко «недопредставлены» на Х-хромосоме (Piano et al., 2000; Baugh et al., 2003). Таким образом, большинство генов, продукты которых являются существенными для самых ранних стадий, на протяжении которых Хр является неактивной, вряд ли находятся на X, тем самым оставляя Х-специфичное однородительское наследование без последствий в генетических тестах.

Однако инактивация Хр позволяет понять, почему активация соматической компенсации дозы не полностью задействована у ранних эмбрионов. Сборка компонентов DCC на Х-хромосомах у эмбрионов XX не выявляется с помощью окраски антителами приблизительно до 30-клеточной стадии. Это происходит вскоре после того, как Хр становится полностью декорированной модификациями H3 и, таким образом, предположительно является полностью активированной. Активация соматической компенсации дозы чувствительна к уровням содержания сцепленных с X продуктов, называемых сигнальными элементами Х-хромосомы (XSEs — X signal elements), составляющей часть X соотношения Х:А. Полная или частичная репрессия этих элементов на Хр может сделать ранний эмбрион функционально ХО (т.е. отношение Х:А интерпретируется как равное 0,5). По мере того как Хр реактивируется в ходе все возрастающего числа клеточных делений, уровень транскрипции Х-хромосомы может, наконец, достичь критического порога, при котором ощущается доза, равная двум Х-хромосомам, и X: А равняется 1, включая каскад компенсации дозы. Можно рассматривать это как переключение с материнского/отцовского контроля компенсации дозы на зиготический контроль.

 

12. Заключительные замечания

В этой точке мы прошли полный круг в отношении специализированного регулирования сцепленных с X локусов у С. elegans. Предполагается, что специальная регуляция дозы этой хромосомы в соматических клетках возникла из различия в плоидности Х-хромосомы между двумя полами, как это произошло и у других видов. Интересно, что зародышевая линия и сома у червей развили различные механизмы, чтобы справиться с этим различием в плоидности X, что может отражать различные требования к экспрессии генов Х-хромосомы в этих тканях. В соматических линиях консервативный комплекс, который в норме используется для конденсации и сегрегации хроматина в митозе и мейозе, оказывается кооптированным и приспособленным для замечательно специфичной двукратной репрессии обеих Х-хромосом у животных XX. Хотя и привлекательно, в концептуальном отношении, представить себе дело так, что «неэффективный» комплекс конденсина мог бы послужить для снижения транскрипционной эффективности вдвое, в настоящее время непонятно, каким образом эта репрессия ограничивается двукратным снижением.

В зародышевой линии Х-хромосомы глобально сайленсированы на ранних стадиях развития зародышевых клеток у животных XX и на всех стадиях развития зародышевых клеток у животных ХО. Система модификаторов хроматина MES участвует в этом сайленсинге у животных XX и, возможно, у животных ХО. Такой сайленсинг допускается отчасти потому, что Х-хромосомы «недонаселены» генами, экспрессируемыми в зародышевой линии. Полагают, что эта малочисленность сцепленных с X генов, существенных для мейоза у обоих полов, возникла в результате отсутствия партнера по спариванию для Х-хромосомы в ходе мужского мейоза и как следствие репрессивных механизмов защиты генома, которые «нацеливают» неспаренные хромосомные сегменты. Следствием глобального сайленсинга Х-хромосомы в зародышевой линии является то, что разница в плоидности X между полами имеет мало значения для этой ткани. Если каким-то сцепленным с X генам, которые работают у обоих полов, фактически удается избежать сайленсинга, тогда возникает вопрос о том, действительно ли зародышевая линия уравнивает свою экспрессию у животных XX в сопоставлении с животными ХО. Ответ на этот вопрос неизвестен. Выравнивание в зародышевой линии было бы связано, вероятно, с иным, чем DCC, механизмом, который действует в соматических тканях.

Зародышевая линия и сома различаются во многих фундаментальных отношениях, и в этой главе освещена различная регуляция Х-хромосомы в них. Одной из возникших интересных тем является кооптация различных предсуществовавших механизмов, таких как использование комплекса, родственного конденсину, для тонкой даун-регуляции экспрессии Х-хромосомы в соме в сравнении с использованием комплекса, родственного PRC2, для сайленсирования Х-хромосом в зародышевой линии. Полагают, что гетерохроматинизация единственной Х-хромосомы у самцов резко изменила «представленность» генов на Х-хромосоме, так что гены, необходимые для общих функций зародышевой линии и раннего эмбрионального развития, существенно «недопредставлены» на этой хромосоме. Х-хромосома и ее регулирование у С. elegans представляют, таким образом, интересный срез эпигенетической регуляции целых хромосом, ее влияния на эволюцию генома и реакций на эту эволюцию.

 

Литература

Ahmad K. and Golic K.G., 1998. The transmission of fragmented chromosomes in Drosophila melanogaster. Genetics 148: 775-792.

Ahmad K. and Henikoff S., 2001. Centromeres are specialized replication domains in heterochromatin. /. Cell Biol 153: 101-110.

Ahmad K. and Henikoff S., 2002. The histone variant H3.3 marks active chromatin by replication-independent nucleosome assembly. Mol Cell 9: 1191-1200.

Aladjem M.I. and Fanning E., 2004. The replicon revisited: An old model learns new tricks in metazoan chromosomes. EMBO Rep. 5: 686-691.

Amor D.J. and Choo K.H., 2002. Neocentromeres: Role in human disease, evolution, and centromere study. Am. J. Hum. Genet. 71: 695-714.

Baarends W.M., Wassenaar E., van der Laan R., Hoogerbrugge J., Sleddens-Linkels E., Hoeijmakers J.H., de Boer P., and Grootegoed J.A., 2005. Silencing of unpaired chromatin and histone H2A ubiquitination in mammalian meiosis. Mol. Cell. Biol. 25: 1041-1053.

Bassing C.H., Chua K.F., Sekiguchi J., Suh H., Whitlow S.R., Fleming J.C., Monroe B.C., Ciccone D.N., Yan C., et al., 2002. Increased ionizing radiation sensitivity and genomic instability in the absence of histone H2AX. Proc. Natl Acad. Sci. 99: 8173-8178.

Baum M., Ngan V., and Clarke L., 1994. The centromeric K-type repeat and the central core are together sufficient to establish a functional Schizosaccharomyces pombe centromere. Mol Biol. Cell 5: 747-761.

Bean C.J., Schaner C.E., and Kelly W.G., 2004. Meiotic pairing and imprinted X chromatin assembly in Caenorhabditis elegans. Nat. Genet. 36: 100-105.

Bennett M.D., Dover G.A., and Riley R., 1974. Meiotic duration in wheat genotypes with or without homoeologous meiotic chromo

some pairing. Proc. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 187: 191-207.

Beukeboom L.W. and Werren J.H., 1993. Deletion analysis of the selfish B chromosome, Paternal Sex Ratio (PSR), in the parasitic wasp Nasonia vitripennis. Genetics 133: 637-648.

Biessmann H. and Mason J.M., 2003. Telomerase-independent mechanisms of telomere elongation. Cell. Mol. Life Sci. 60: 2325-2333.

Black B.E., Foltz D.R., Chakravarthy S., Luger K., Wbods V.L., Jr., and Cleveland D.W., 2004. Structural determinants for generating centromeric chromatin. Nature 430: 578-582.

Blasco M.A., 2005. Telomeres and human disease: Ageing, cancer and beyond. Nat. Rev. Genet. 6: 611-622.

Bloom K., Hill A., Kenna M., and Saunders M., 1989. The structure of a primitive kinetochore Trends Biochem. Sci. 14: 223-227.

Blower M.D. and Karpen G.H., 2001. The role of Drosophila CID in kinetochore formation, cell-cycle progression and heterochromatin interactions. Nat. Cell Biol. 3: 730-739.

Blower M.D., Sullivan B.A., and Karpen G.H., 2002. Conserved organization of centromeric chromatin in flies and humans. Dev. Cell 2: 319-330.

Carroll C.W. and Straight A.F., 2006. Centromere formation: From epigenetics to self-assembly. Trends Cell Biol. 16: 70-78.

Celeste A., Petersen S., Romanienko P.J., Femandez-Capetillo O., Chen H.T., SedelnikovaO.A., Reina-San-Martin B., CoppolaV., Meffre E., Difilippantonio M.J.. et al., 2002. Genomic instability in mice lacking histone H2AX. Science 296: 922-927.

Cenci G., Siriaco G., Raffa G.D., Kellum R., and Gatti M., 2003. The Drosophila HOAP protein is required for telomere capping. Nat. Cell Biol. 5: 82-84.

Clarke L., Amstutz H., Fishel B., and Carbon J., 1986. Analysis of centromeric DNA in the fission yeast Schizosaccharomyces pombe. Proc. Natl. Acad. Sci. 83: 8253-8257.

Cleveland D.W., Mao Y., and Sullivan K.F., 2003. Centromeres and kinetochores: From epigenetics to mitotic checkpoint signaling. Cell 112: 407-421.

Collins K.A., Furuyama S., and Biggins S., 2004. Proteolysis contributes to the exclusive centromere localization of the yeast Cse4/ CENP-A histone H3 variant. Curr. Biol. 14: 1968-1972.

Cryderman D. E., Morris E., Biessmann H., Elgin S.C., and Will rath L.L., 1999. Silencing at Drosophila telomeres: Nuclear organization and chromatin structure play critical roles. EMBO J. 18: 3724-3735.

Cullen C.F., Brittle A.L., Ito T., and Ohkura H., 2005. The conserved kinase NHK-1 is essential for mitotic progression and unifying acentrosomal meiotic spindles in Drosophila melanogaster. J. Cell Biol. 171: 593-602.

Dawe R.K. and Hiatt E.N., 2004. Plant neocentromeres: Fast, focused, and driven. Chromosome Res. 12: 655-669.

De La Fuente R., 2006. Chromatin modifications in the germinal vesicle (GV) of mammalian oocytes. Dev. Biol. 292: 1-12.

de Saint Phalle B. and Sullivan W., 1996. Incomplete sister chromatid separation is the mechanism of programmed chromosome elimination during early Sciara coprophila embiyogenesis. Development 122: 3775-3784.

DemburgA.F., 2001. Here, there, and everywhere: Kinetochore function on holocentric chromosomes. J. Cell Biol. 153: F33-38.

Demburg A.F., Sedat J.W., and Hawley R.S., 1996. Direct evidence of a role for heterochromatin in meiotic chromosome segregation. Cell 86: 135-146.

Dobson S.L. and Tanouye M.A., 1998. Evidence for a genomic imprinting sex determination mechanism in Nasonia vitripennis (Hymenoptera; Chalcidoidea). Genetics 149: 233-242.

Donaldson KM., Lui A., and Karpen G.H., 2002. Modifiers of terminal deficiency-associated position effect variegation in Drosophila. Genetics 160: 995-1009.

Dvorak J. and Lukaszewski A.J., 2000. Centromere association is an unlikely mechanism by which the wheat Phi locus regulates metaphase I chromosome pairing between homoeologous chromosomes. Chromosoma 109: 410-414

Fanti L., Giovinazzo G., Berloco M., and Pimpinelli S., 1998. The heterochromatin protein 1 prevents telomere fusions in Drosophila. Mol. Cell 2: 527-538.

Ferguson B.M. and Fangman W.L., 1992. A position effect on the time of replication origin activation in yeast. Cell 68: 333-339.

Femandez-Capetillo O., Lee A., Nussenzweig M., and Nussenzweig A., 2004. H2AX: The histone guardian of the genome. DNA Repair 3: 959-967.

Ferreri G.C., Lise insky D.M., Mack J.A., Eldridge M.D., and O’Neill R.J., 2005. Retention of latent centromeres in the mammalian genome. J. Hered. 96: 217-224.

Fnedberg E., Walker G.. and Siede W.. 1995. DNA repair and mutagenesis. ASM Press, Washington D.C.

Ganetzky B., 1977. On the components of segregation distortion in Drosophila melanogaster. Genetics 86: 321-355.

Garcia-Cao M., O’Sullivan R., Peters A. H., Jenuwein T., and Blasco M.A., 2004. Epigenetic regulation of telomere length in mammalian cells by the Suv39hl and Suv39h2 histone methyltransferases. Nat. Genet. 36: 94-99.

Goday C. and Ruiz M.F., 2002. Differential acetylation of histones H3 and H4 in paternal and maternal germline chromosomes during development of sciarid flies. J. Cell Sci. 115: 4765-4775.

Grell R.F., 1976. Distributive pairing. In The genetics and biology of Drosophila (ed. E. Novitski and M. Ashbumer), pp. 436-483. Academic Press, New York.

Griffiths S., Sharp R., Foote T.N., Bertin I., Wanous M., Reader S., Colas I., and Moore G., 2006. Molecular characterization of Ph 1 as a major chromosome pairing locus in polyploid wheat. Nature 439: 749-752.

Hall A.E., Kettler G.C., and Preuss D., 2006. Dynamic evolution at pericentromeres. Genome Res. 16: 355-364.

Hassa P.O. and Hottiger M.O., 2005. An epigenetic code for DNA damage repair pathways? Biochem. Cell Biol. 83: 270-285.

Hawley R.S., Irick H., Zitron A.E., Haddox D.A., Lohe A., New C, Whitley M.D., Arbel T., Jang J., McKim K., and Childs G., 1993. There are two mechanisms of achiasmate segregation in Drosophda females, one of which requires heterochromatic homology. Dev. Genet. 13: 440-467

Heun P., Erhardt S., Blower M.D., Weiss S., Skora A.D., and Karpen G.H., 2006. Mislocalization of the Drosophila centromere-specific histone CID promotes formation of functional ectopic kinetochores. Dev. Cell 10: 303-315.

Huyen Y., Zgheib O., Ditullio R.A., Jr., Gorgoulis V.G., Zacharatos P., Petty T.J., Sheston E.A., Mellert H.S., Stavridi E.S., and Halazonetis T.D., 2004. Methylated lysine 79 of histone H3 targets 53BP1 to DNA double-strand breaks. Nature 432: 406-411.

Hynes M.J. and Todd R.B., 2003. Detection of unpaired DNA at meiosis results in RNA-mediated silencing. Bioessays 25: 99-103.

Ivanovska I., Khandan T., Ito X, and Orr-Weaver T.L., 2005. A histone code in meiosis: The histone kinase, NHK-1, is required for proper chromosomal architecture in Drosophila oocytes. Genes Dev., 19: 2571-2582.

Joseph I., Jia D., and Lustig A.J., 2005. Ndjlp-dependent epigenetic resetting of telomere size in yeast meiosis. Curr. Biol. 15: 231-237.

Karpen G.H. and Spradling A.C., 1992. Analysis of subtelomeric heterochromatin in the Drosophila minichromosome Dpi 187 by single P element insertional mutagenesis. Genetics 132: 737-753.

Karpen G.H., Le M.H., and Le H., 1996. Centric heterochromatin and the efficiency of achiasmate disjunction in Drosophila female meiosis. Science 213: 118-122.

Kemp B., Boumil R.M., Stewart M.N., and Dawson D.S., 2004. A role for centromere pairing in meiotic chromosome segregation. Genes Dev. 18: 1946-1951.

Kusano A., Staber C., Chan H.Y., and Ganetzky B., 2003. Closing the (Ran)GAP on segregation distortion in Drosophila. Bioessays 25: 108-115.

Kuril B.L., Seong K.Y., and Aramayo R., 2003. Unpaired genes do not silence their paired neighbors. Curr. Genet. 43: 425-432.

Lai S.R., Phipps S.M., Liu L., Andrews L.G., and Tollefsbol T.O., 2005. Epigenetic control of telomerase and modes of telomere maintenance in aging and abnormal systems. Front. Biosci. 10: 1779-1796. Lam A.L., Boivin C.D., Bonney C.F., Rudd M.K., and Sullivan B.A., 2006. Human centromeric chromatin is a dynamic chromosomal domain that can spread over noncentromeric DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. 103: 4186-4191.

Lee D.W., Pratt R.J., McLaughlin M., and Aramayo R., 2003. An aigonaute-like protein is required for meiotic silencing. Genetics 164: 821-828.

Lee D.W., Seong K.Y., Pratt R.J., Baker K., and Aramayo R., 2004. Properties of unpaired DNA required for efficient silencing in Neurospora crassa. Genetics 167: 131-150.

Lo A.W., Magliano D.J., Sibson M.C., Kalitsis P., Craig J.M., and Choo K.H., 2001. A novel chromatin immunoprecipitation and array (CIA) analysis identifies a 460-kb CENP-A-binding neocentromere DNA. Genome Res. 11: 448-457.

Louis EJ. and Vershinin A.V., 2005. Chromosome ends: Different sequences may provide conserved functions. Bioessays 21: 685-697

Lue N.F., 2004. Adding to the ends: What makes telomerase proces-sive and how important is it? Bioessays 26: 955-962.

Luo M.C., Dubcovsky J., and Dvorak J., 1996. Recognition of homeology by the wheat Phi locus. Genetics 144: 1195-1203.

Maggert K.A. and Karpen G.H., 2001. Neocentromere formation occurs by an activation mechanism that requires proximity to a functional centromere. Genetics 158: 1615-1628.

Maine E.M., Hauth J.. RatliffX Vought V.E., SheX,, and Kelly W.G., 2005. EGO-1, a putative RNA-dependent RNA polymerase, is required for heterochromatin assembly on unpaired dna during C. elegans meiosis. Curr. Biol. 15: 1972-1978.

Malik H.S. and Henikoff S., 2002. Conflict begets complexity: The evolution of centromeres. Curr. Opin. Genet. Dev. 12: 711-718.

McKee B.D., 1998. Pairing sites and the role of chromosome pairing in meiosis and spermatogenesis in male Drosophila. Curr. Top. Dev. Biol. 31: 77-115.

Mellone B.G. and Allshire R.C., 2003. Stretching it: Putting the CEN(P-A) in centromere. Curr. Opin. Genet. Dev. 13: 191-198.

Miller K.M. and Cooper J.P., 2003. The telomere protein Tazl is required to prevent and repair genomic DNA breaks. Mol. Cell 11: 303-313.

Nakaseko Y., Kinoshita N., and Yanagida M., 1987. Anovel sequence common to the centromere regions of Schizosaccharomyces pombe chromosomes. Nucleic Acids Res. 15: 4705-4715.

Nakatani Y., Ray-Gallet D., Quivy J.R, Tagami H., and Almouzni G., 2004. Two distinct nucleosome assembly pathways: Dependent or independent of DNA synthesis promoted by histone H3.1 and H3.3 complexes. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 69: 273-280.

Nimmo E.R., Pidoux A.L., Perry P.E., and Allshire R.C., 1998. Defective meiosis in telomere-silencing mutants of Schizosaccharomyces pombe. Nature 392: 825-828.

Nonaka N., Kitajima X, Yokobayashi S., Xiao G., Yamamoto M., Grewal S.I., and Watanabe Y, 2002. Recruitment of cohesin to heterochromatic regions by Swi6/HPl in fission yeast. Nat. Cell Biol. 4: 89-93.

Ogino K., Elirota K., Matsumoto S., TakedaX., Ohta K., Arai K.I., and Masai H., 2006. Hskl kinase is required for induction of meiotic dsDNA breaks without involving checkpoint kinases in fission yeast. Proc. Natl. Acad. Sci. 103: 8131-8136.

Pasero P., Bensimon A., and Schwob E., 2002. Single-molecule analysis reveals clustering and epigenetic regulation of replication ongins at the yeast rDNA locus. Genes Dev. 16: 2479-2484.

Perrini B., Piacentini L., Fanti L., Altieri F., Chichiarelli S., Berloco M., Turano C., Ferraro A., and Pimpinelli S., 2004. HP1 controls telomere capping, telomere elongation, and telomere silencing by two different mechanisms in Drosophila. Mol. Cell 15: 467-476.

Pidoux A.L. and Allshire R.C., 2004. Kinetochore and heterochromatin domains of the fission yeast centromere. Chromosome Res. 12: 52N534.

Prasanth S.G., Mendez J., Prasanth K.V., and Stillman B., 2004. Dynamics of pre-replication complex proteins during the cell division cycle. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 359: 7-16.

Pratt R.J., Lee D.W., and Aramaya R., 2004. DNA methylation affects meiotic trans-sensing, not meiotic silencing, in Neurospora. Genetics 168: 1925-1935.

Reddy K.C. and Villeneuve A.M., 2004. C. elegans HIM-17 links chromatin modification and competence for initiation of meiotic recombination. Cell 118: 439-452.

Rhoades M.M. and Dempsey E., 1966. The effect of abnormal chromosome 10 on preferential segregation and crossing over in maize. Genetics 53: 989-1020.

Rudd M.K., Mays R.W., Schwartz S., and Willard H.F., 2003. Human artificial chromosomes with alpha satellite-based de novo centromeres show increased frequency of nondisjunction and anaphase lag. Mol. Cell Biol. 23: 7689-7697.

Sadaie M., Naito X., and Ishikawa E., 2003. Stable inheritance of telomere chromatin structure and function in the absence of telomenc repeats. Genes Dev. 17: 2271-2282.

Sandler L. and Hiraizumi Y., 1959. Meiotic drive in natural populations of Drosophila melanogaster. II. Genetic variation at the Segregation-distorter locus. Proc. Natl. Acad. Sci. 45: 1412-1422.

Sharp J.A., Franco A.A., Osley M.A., and Kaufman P.D., 2002. Chromatin assembly factor I and Hir proteins contribute to building functional kinetochores in S. cerevisiae. Genes Dev. 16: 85-100.

Shelby R.D., Monier K., and Sullivan K.E, 2000 Chromatin assembly at kinetochores is uncoupled from DNA replication. J. Cell Biol. 151: 1113-1118.

Shiu P.K. and Metzenberg R.L., 2002. Meiotic silencing by unpaired DNA: Properties, regulation and suppression. Genetics 161: 1483-1495.

Steiner N.L. and Clarke L., 1994. A novel epigenetic effect can alter centromere function in fission yeast. Cell 79: 865-874.

Sullivan B. and Karpen G., 2001. Centromere identity in Drosophila is not determined in vivo by replication timing. J. Cell Biol. 154: 683-690.

Sullivan B.A. and Karpen G.H., 2004. Centromeric chromatin exhibits a histone modification pattern that is distinct from both euchromatin and heterochromatin. Nat. Struct. Mol. Biol. 11. 1076-1083.

Sullivan B.A. and Willard H.F., 1998. Stable dicentric X chromosomes with two functional centromeres. Nat. Genet., 20: 227-228.

Tsubouchi T. and Roeder G.S., 2005. A synaptonemal complex protein promotes homology-independent centromere coupling. Science 308: 870-873.

Turner J.M., Mahadevaiah S.K., Femandez-Capetillo O., Nussenzweig A., XuX., Deng C.X., and Buigoyne P.S., 2005. Silencing of unsynapsed meiotic chromosomes in the mouse. Nat. Genet. 37: 41-47.

Watanabe Y., 2005. Sister chromatid cohesion along arms and at centromeres. Trends Genet. 21: 405-412.

Weinreich M., Palacios DeBeer M.A., and Fox C.A., 2004. The activities of eukaryotic replication origins in chromatin. Biochim. Biophys.Acta 1677: 142-157.

Werren J.H., Nur U., and Eickbush D., 1987. An extrachromosomal factor causing loss of paternal chromosomes. Nature 327: 75-76.

Wu H.Y. and Burgess S.M., 2006. Ndjl, a telomere-associated protein, promotes meiotic recombination in budding yeast. Mol. Cell Biol. 26: 3683-3694.

Yan H., Jin W., Nagaki K., Tian S., Ouyang S., Buell C.R., Talbert P.B., Henikoff S., and Jiang J., 2005. Transcription and histone modifications in the recombination-free region spanning a rice centromere. Plant Cell 17: 3227-3238.

Yoda K., Ando S., Monshita S., Houmura K., Hashimoto K., Takeyasu K., and Okazaki X, 2000. Human centromere protein A (CENP-A) can replace histone H3 in nucleosome reconstitution in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. 97: 7266-7271.

Yu H.G., Hiatt E.N., Chan A., Sweeney M., and Dawe R.K., 1997. Neocentromere-mediated chromosome movement in maize. J. Cell Biol. 139: 831-840.

Alekseyenko A.A. and Kuroda M.I., 2004. Filling gaps in genome organization. Science 303: 1148-1149.

Baarends W.M., Wassenaar E., van der Laan R., Hoogerbrugge J., Sleddens-Linkels E., Hoeijmakers J.H., de Boer P., and Grootegoed J.A., 2005. Silencing of unpaired chromatin and histone H2A ubiquitination in mammalian meiosis. Mol. Cell. Biol. 25: 1041-1053.

Baugh L.R.. Hill A.A., Slonim D.K., Brown E.L., and Hunter C.R, 2003. Composition and dynamics of the Caenorhabditis elegans early embryonic transcriptome. Development 130: 889-900.

Bean C.J., Schaner C.E., and Kelly W.G., 2004. Meiotic pairing and imprinted X chromatin assembly in Caenorhabditis elegans. Nat. Genet. 36: 100-105.

Bender L.B., Cao R., Zhang Y., and Strome S., 2004. The MES-2/ MES-3/MES-6 complex and regulation of histone H3 methylation in C. elegans. Curr. Biol 14: 1639-1643.

Bender L.B., Suth J.. Carroll C.R.. Fong Y., Fingerman I.M.. Cao R., Zhang Y., Briggs S.D., Reinke V., and Strome S., 2006. MES-4, an autosome-associated histone methyltransferase that participates in silencing the X chromosomes in the C. elegans germ line. Development. (In press.)

Carmi I., Kopczynski J.B., and Meyer B.J., 1998. The nuclear hormone receptor SEX-1 is an X-chromosome signal that determines nematode sex. Nature 396: 168-173.

Chu D.S., Dawes H.E., Lieb J.D., Chan R.C., Kuo A.F., and Meyer B.J., 2002. A molecular link between gene-specific and chromosome-wide transcriptional repression. Genes Dev. 16: 796-805.

Cowell I.G., Aucott R., Mahadevaiah S.K., Burgoyne P.S., Huskisson N., Bongiomi S., Prantera G., Fanti L., Pimpinelli S., Wu R., et al., 2002. Heterochromatin, HP1 and methylation at lysine 9 of histone H3 in animals. Chromosoma 111: 22-36.

Csankovszki G., McDonel P., and Meyer B.J.. 2004. Recruitment and spreading of the C elegans dosage compensation complex along X chromosomes. Science 303: 1182-1185.

Dawes H.E., Berlin D.S., Lapidus D.M., Nusbaum C, Davis T.L., and Meyer B.J., 1999. Dosage compensation proteins targeted to X chromosomes by a determinant of hermaphrodite fate. Science 284: 1800-1804.

Fong Y., Bender L., Wang W., and Strome S., 2002. Regulation of the different chromatin states of autosomes and X chromosomes in the germline of C. elegans. Science 296: 2235-2238.

Goday C. and Esteban M.R., 2001. Chromosome elimination in sciarid flies. BioEssays 23: 242-250.

Goldstein P. and Slaton D.E., 1982. The synaptonemal complexes of Caenorhabditis elegans: Comparison of wild-type and mutant strains and pachytene karyotype analysis of wild-type. Chromosoma 84: 585-597.

Haack H. and Hodgkin J., 1991. Tests for parental imprinting in the nematode Caenorhabditis elegans. Mol. Gen. Genet. 228: 482-485.

Handel M.A., 2004. The XYbody: a specialized meiotic chromatin domain. Exp. Cell Res. 296: 57-63.

Hansen D., Hubbard E.J.A., and Schedl T., 2004. Multi-pathway control of the proliferation versus meiotic development decision in the Caenorhabditis elegans germline. Dev. Biol. 268: 342-357.

Herrick G. and Seger J., 1999. Imprinting and paternal genome elimination in insects. Results Probl. Cell Differ. 25: 41-71.

Hirano T., 2002. The ABCs of SMC proteins: Two-armed ATPases for chromosome condensation, cohesion, and repair. Genes Dev. 16: 399-414.

Kelly W.G., Schaner C.E., Demburg A.F., Ho-Lee M., Kim S.K., Villeneuve A.M., and Reinke V., 2002. X-chromosome silencing in the germline of C. elegans. Development 129: 479-492.

Ketel C.S., Andersen E.F., Vargas M.L., Suh J., Strome S., and Simon J.A., 2005. Subunit contributions to histone methyltransferase activities of fly and worm polycomb group complexes. Mol. Cell. Biol. 25: 6857-6868.

Maciejowski J., Ahn J.H., Cipriani P.G., Killian D.J., Chaudhary A.L., Lee J.I., Voutev R., Johnsen R.C., Baillie D.L., Gunsalus K.C., et al., 2005. Autosomal genes of autosomal/X-linked duplicated gene pairs and germ-line proliferation in Caenorhabditis elegans. Genetics 169: 1997-2011.

Maine E.M., Hauth J., Ratliff T., Vought V.E., She X., and Kelly W.G., 2005. EGO-1, a putative RNA-dependent RNA polymerase, is required for heterochromatin assembly on unpaired DNA during C. elegans meiosis. Curr. Biol. 15: 1972-1978.

Meyer B.J., 1997. Sex determination and X chromosome dosage compensation. In C. elegans II (ed. D.L. Riddle et al.), pp., 209-240. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York.

Meyer B.J., 2000. Sex in the worm counting and compensating X-chromosome dose. Trends Genet. 16: 247-53.

Meyer B.J., 2005. X-chromosome dosage compensation. In Worm-Book, http://www.wormbook.org/chapters/www_dosagecomp/dosage-comp.html.

Nakayashiki H., 2005. RNA silencing in fungi: Mechanisms and applications. FEBS lett. 579: 5950-5957.

Nigon V., 1951. Polyploidie experimentale chez un nematode libre, Rhaditis elegans maupas. Bull. Biol. Fr. Belg. 85: 187-255.

Piano F., Schetter A.J., Mangone M., Stein L., and Kemphues K.J., 2000. RNAi analysis of genes expressed in the ovary of Caenorhabditis elegans. Curr. Biol. 10: 1619-1622.

Powell J.R., Jow M.M., and Meyer B.J., 2005. The T-box transcription factor SEA-1 is an autosomal element of the X:A signal that determines C. elegans sex. Dev. Cell 9: 339-349.

Prahlad V., Pilgrim D., and Goodwin E.B., 2003. Roles for mating and environment in C. elegans sex determination. Science 302: 1046-1049.

Reinke V., Gil I.S., Ward S., and Kazmer K., 2004. Genome-wide germline-enriched and sex-biased expression profiles in Caenorhabditis elegans. Development 131: 311-323.

Reinke V., Smith H.E., Nance J., Wang J., Van Doren C., Begley R., Jones S.J.M., Davis E.B., Scherer S., Ward S., and Kim S.K., 2000. A global profile of germ line gene expression in C. elegans. Mol. Cell 6: 605-616.

Schedl T., 1997. Developmental genetics of the germ line. In C. elegans //(ed. D.L. Riddle et al.), pp. 241-269. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York.

Shiu P.K., Raju N.B., Zickler D., and Metzenberg R.L., 2001. Meiotic silencing by unpaired DNA. Cell 107: 905-916.

Skipper M., Milne C.A., and Hodgkin J., 1999. Genetic and molecular analysis offox-1, a numerator element involved in Caenorhabditis elegans primary sex determination. Genetics 151: 617-631.

Turner J.M., 2005. Sex chromosomes make their mark. Chromosoma 114: 300-306.

Turner J.M., Mahadevaiah S.K., Femandez-Capetillo O., Nussenzweig A., Xu X., Deng C.X., and Burgoyne P.S., 2005. Silencing of unsynapsed meiotic chromosomes in the mouse. Nat. Genet. 37: 41-47.

van Leeuwen F. and Gottschling D.E., 2002. Genome-wide histone modifications: gaining specificity by preventing promiscuity. Curr. Opin. Cell Biol. 14: 756-762.

Wang L., Brown J.L., Cao R., Zhang Y., Kassis J.A., and Jones R.S., 2004. Hierarchical recruitment of polycomb group silencing complexes. Mol. Cell 14: 637 646.

Wu C.I. and Xu Y., 2003. Sexual antagonism and X inactivation — The SAXI hypothesis. Trends Genet., 19: 243-247.

Xu L., Fong Y., and Strome S., 2001. The Caenorhabditis elegans matemal-effect sterile proteins, MES-2, MES- 3, and MES-6, are associated in a complex in embryos. Proc. Natl. Acad. Sci. 98: 5061-5066.

Yonker S.A., and Meyer B.J., 2003. Recruitment of C. elegans dosage compensation proteins for gene-specific versus chromosome-wide repression. Development 130: 6519-6532.