Huda Y. Zoghbi1 и Arthur L. Beaudet2

1 Howard Hughes Medical Institute и

2 Department of Molecular and Human Genetics, Baylor College of Medicine, Houston , Texas 77030

 

Общее резюме

Последние два десятилетия мы были свидетелями беспрецедентного успеха в идентификации генетических основ многих болезней человека. Изучение взаимоотношений генотипа и фенотипа бросает вызов клиницистам и исследователям, поскольку некоторые наблюдения не так просто поддаются объяснению. Например, однояйцевые близнецы, несущие мутацию, которая приводит к одному и тому же заболеванию, могут отличаться друг от друга по клиническим показателям. Мутация, передающаяся в семье, представляющей ряд поколений, может вызывать довольно сильно различающиеся заболевания, в зависимости от пола родителя, передающего эту мутацию. Изучение таких необычных случаев вскрыло роль эпигенома (измененной генетической информации, возникшей без изменения в нуклеотидной последовательности ДНК) в вопросах здоровья и болезней. Эти исследования показали, что некоторые области генома млекопитающих функционально неравноценны, в зависимости оттого, представлены ли они материнскими или отцовскими аллелями. У пациентов, наследующих обе гомологичные хромосомы (или их сегменты) от одного и того же родителя (однородительская дисомия — uniparental disomy, UPD), наблюдается потеря экспрессии некоторых генов, которые экспрессируются только в материнских аллелях ( в случае отцовской UPD), и повышение уровня экспрессии отцовских генов. Довольно скоро стало общепризнанным, что UPD, как и измененные ДНК-модификации (эпигенетические мутации, которые могут изменять метилирование ДНК), являются молекулярной основой целого ряда неврологических нарушений и нарушений развития. Интересно, что для многих нарушений такого рода либо эпигенетические, либо генетические мутации могут приводить к одному и тому же фенотипу Это часто происходит потому, что генетические мутации нарушают функцию гена, неправильно регулируемую в тех случаях, когда на данный локус влияют эпигенетические дефекты.

В другом классе заболеваний, где генетические мутации вызывают утрату функций белков, участвующих в метилировании ДНК или ремоделинге хроматина, фенотипы возникают в результате изменения эпигенетических состояний в одном или нескольких локусах. Взаимоотношения между геномом и эпигеномом расширили круг типов молекулярных событий, вызывающих заболевания человека. Они могут возникать de novo или быть унаследованными, могут быть генетическими или эпигенетическими и, что особенно интересно, некоторые из них могут быть подвержены влиянию факторов внешней среды. Обнаружение того факта, что внешние факторы, такие как режим питания или «жизненный опыт», изменяют эпигеном (в частности, метилирование ДНК), вероятно дает нам механистическое понимание нарушений с генетической предрасположенностью и сильным влиянием окружающей среды. В число таких нарушений входят дефекты нервной трубки и заболевания, лежащие в сфере психиатрии. Установление внешних факторов, влияющих на эпигеном, внушает надежду на разработку медицинских вмешательств, которые смогут снизить риск нарушений развития раковых заболеваний и нервно-психических расстройств или уменьшить их тяжесть.

 

1. Введение

У двух генетически идентичных однояйцевых близнецов мужского пола, росших в одних и тех же условиях, проявлялись очень разные неврологические функции. Оба близнеца несли одну и ту же мутацию в сцепленном с Х-хромосомой гене адренолейкодистрофии (ALD), однако у одного из близнецов наблюдались: слепота, проблемы с равновесием и утрата миелина в головном мозге — черты, типичные для прогрессирующего и летального неврологического заболевания, тогда как второй близнец оставался здоровым. Вывод исследователей, сообщавших об этой ситуации, был таков: «для разных фенотипов ADL могут быть важны какие-то негенетические факторы» (Korenke et al., 1996). Для 1996 года это был поистине очень важный вывод, при том, что внимание медицинской цитогенетики было сфокусировано на последовательности нуклеотидов ДНК. Если фенотипические вариации нельзя объяснить нуклеотидной последовательностью ДНК, то их можно объяснить внешними факторами. По аналогии с ALD-дискордантными однояйцевыми близнецами, было обнаружено множество однояйцовых близнецов, дискордантных по шизофрении, несмотря на сходные внешние условия, в которых они росли (Petronis, 2004). К счастью, исследования последнего десятилетия окончательно сфокусировали внимание на эпигенетических изменениях (модификациях генетической информации, не затрагивающих последовательность нуклеотидов в ДНК) как на потенциальном объяснении дискордантных фенотипов у однояйцовых близнецов и у индивидуумов, имеющих, по тем или иным причинам, одинаковые изменения в последовательности ДНК (Dennis, 2003; Fraga et al., 2005).

Эпигенетические модификации контролируют паттерны экспрессии генов в клетке. Эти модификации стабильны и наследуемы, так что материнская клетка печени после деления, безусловно, даст начало другим клеткам печени В случае с неделящимися клетками, такими как нейроны, адаптация участков хромосомы посредством модификаций хроматина дает механизм для поддержания (сохранения) эпигенетической информации и, возможно, опосредует воспроизводимый ответ нейронов на специфические раздражители. Эпигенотип (эпигенетическое состояние геномного локуса) устанавливается на основе наличия или отсутствия метилирования ДНК, модификаций хроматина и разнообразной активности некодирующих РНК, требующей дальнейшего прояснения.

У млекопитающих метилирование ДНК, являющееся наиболее хорошо изученным эпигенетическим сигналом, осуществляется преимущественно по углероду-5 симметричных динуклеотидов CpG. Состояние метилирования ДНК сохраняется после деления клетки посредством активности ДНК-метилтрансферазы 1, которая метилирует полуметилированные динуклеотиды CpG в дочерних клетках. Модификации хроматина включают ковалентные посттрансляционные модификации торчащих амино-терминальных гистоновых «хвостов» путем добавления к ним ацетильных, метильных, фосфатных, убиквитиновых или других групп. Метильные модификации могут представлять собой моно-, ди-, или три-метилирование. Эти модификации составляют потенциальный «гистоновый код», лежащий в основе специфической хроматиновой структуры, которая, в свою очередь, влияет на экспрессию соседних генов. Так как хроматин состоит из плотно упакованных цепей ДНК, завернутых вокруг гистонов, паттерн укладки ДНК в хроматин несомненно лежит в основе изменений генной активности. Хотя гистоновые коды и хроматиновые структуры могут стабильно передаваться от родительской в дочерние клетки, механизмы, лежащие в основе репликации таких структур, поняты не полностью. Эпигенотип проявляет пластичность во время эмбрионального развития и постнатально, в зависимости от факторов внешней среды и жизненного опыта (см. раздел 3.4); таким образом, не удивительно, что эпигенотипы могут вносить свой вклад не только в нарушения эмбрионального развития человека, но также в постнатальную патологию и даже заболевания взрослых людей. Обнаруженный совсем недавно класс молекул, играющих роль в эпигенетическом сигнале, — это молекулы некодирующих РНК. Многие годы класс не кодирующих белки РНК (non-protein-coding RNA — ncRNA) включал в себя только транспортные, рибосомные и сплайсосомную РНК. Недавно, благодаря тому, что стали доступны нуклеотидные последовательности геномов множества разнообразных организмов, а также благодаря молекулярно-генетическим межвидовым исследованиям (от Escherichia coli до человека), список ncRNA расширился, и это привело в результате к идентификации сотен малых ncRNAs, в том числе малой ядрышковой РНК (small nucleolar RNA - snoR-NA), микроРНК (micro RNA — miRNA), коротко-интерферирующей РНК (short-interfering RNA—siRNA) и малой двунитевой РНК Некоторые из этих молекул малых РНК регулируют модификации хроматина, импринтинг, метилирование ДНК и транскрипционный сайленсинг, что детально обсуждается в главе 8.

Первое определенное свидетельство роли, которую эпигенетика играет в заболеваниях человека, имело место после того, как поняли геномный импринтинг и нашли, что некоторые гены регулируются с помощью этого механизма (Reik, 1989). Геномный импринтинг — это форма эпигенетической регуляции, при которой экспрессия гена зависит от того, унаследован ли этот ген от матери или же от отца. Таким образом, в импринтированном диплоидном локусе имеет место неравная экспрессия материнской и отцовской аллелей. В каждом поколении родительски-специфичные импринтные метки должны стираться, «перезагружаться» и поддерживаться, делая, таким образом, импринтные локусы уязвимыми по отношению к любого рода ошибкам, которые могут происходить во время этого процесса. Такие ошибки, как и мутации генов, кодирующих белки, которые участвуют в метилировании ДНК, связывании с метилированной ДНК и модификациях гистонов, — все это вместе вносит свой вклад в быстро растущий класс нарушений, влияющих на эпигеном человека (рис. 23.1).

 

2. Исследования болезней человека вскрывают роль эпигенетики в биологии

Нет сомнений в том, что изучение модельных организмов явилось ключевым фактором для понимания многих биологических принципов, особенно в области генетики, биологии развития и нейрологии. Однако часто забывают, что, каких бы аспектов биологии мы не касались, одним из наиболее важных модельных организмов является человек. Описание тысяч болезней человека представляет собой наиболее полную картину мутаций, по сравнению с любым другим видом; и если эти фенотипы будут систематически и тщательно изучены, то, возможно, они позволят не только добиться медицинских успехов, но и проникнуть в биологическую суть заболевания. Не удивительно поэтому, что отношения между генотипом и фенотипом, которые поставили под вопрос менделевское наследование в случае «динамических мутаций», были выявлены в процессе изучения пациентов с синдромом ломкой Х-хромосомы (Pieretti et al., 1991). Нередко пациенты с уникальными особенностями и наблюдающие их врачи открывают новую область в биологии, выявляя неизвестные генетические и молекулярные механизмы. И действительно, именно таким образом и была выявлена роль эпигенетики в развитии и в заболеваниях человека.

Такова история болезни одной пациентки, о которой дважды сообщалось в литературе врачами, наблюдавшими ее на протяжении более 10 лет. Когда ей было 7 лет, ее случай был упомянут в медицинской литературе в связи с тем, что она страдала циститным фиброзом (CF, cystic fibrosis) и недостаточностью гормона роста и была очень невысокого роста (Hubbard et al,, 1980). В поисках гена, отвечающего за CF, Боде (Beaudet) с сотрудниками разыскивали необычных пациентов с CF, у которых были бы при этом дополнительные особенности, в надежде идентифицировать небольшие делеции или хромосомные перестройки, которые могли бы облегчить картирование и идентификацию гена CF. Поэтому данная пациентка привлекла их внимание. В 16 лет ее рост составлял 130 см, умственное развитие соответствовало норме, но у нее явно была некоторая асимметрия тела (см. правую часть рисунка на титульной странице). Анализ ее ДНК показал, что она гомозиготна по множественным полиморфным ДНК-маркерам на хромосоме 7, включая центромерные альфоидные повторы (Spence et al., 1988). После того, как были исключены отсутствие отцовских элементов и гемизиготность, и после изучения ДНК бабушки пациентки (мать уже скончалась) Спенс (Spence) с коллегами сделали вывод, что данная пациентка унаследовала две идентичные копии центромерного района хромосомы 7 от своей бабушки по материнской линии (Spence et al., 1988). Учитывая теоретическое предположение Энгела (Engel), что однородительская дисомия (uni-parental disomy — UPD) возможна у человека (Engel, 1980), Боде (Beaudet) с коллегами сразу же догадался, что материнская UPD по хромосоме 7 выявляет рецессивную мутацию в гене CF и объясняет все дополнительные соматические особенности. Совокупность клинических характеристик пациента вместе с лабораторными оценками не только привели в результате к идентификации первого случая UPD у человека, но и проиллюстрировали тот факт, что отцовский и материнский геномы не эквивалентны в отношении по крайней мере некоторой части хромосомы 7. Таким образом был установлен новый механизм неменделевской наследственности для объяснения причин заболеваний и аномалий развития (рис. 23.2).

Рис. 23.1. Генетические и эпигенетические механизмы, лежащие в основе нарушении, связанных с хроматином

Эпигенетические механизмы обычно включают изменения метилирования ДНК или изменения хроматина в импринтированных локусах, что нарушает моноаллельную экспрессию. Генетические механизмы можно разделить на два класса. 7гаш'-эффекты включают в себя потерю или дисфункцию факторов, ассоциированных с хроматином, которые, в свою очередь, могут изменять структуру хроматина и экспрессию генов в определенных участках генома, cis -эффекты представляют собой мутации в некодирующих участках, которые могут быть необходимы для регуляции. Результатом этих мутаций, которые могут включать в себя увеличение повторов ДНК, может быть изменение хроматина, влияющее на стабильность генома и экспрессию генов

Хотя в 1988 г. некоторые считали, что однородительская дисомия (UPD) хромосомы это редкое явление, сейчас мы знаем, что случаи UPD отмечались до сих пор практически для всех человеческих хромосом, кроме хромосом 3 и 19.

Рис. 23.2. Последствия однородительской дисомии

Состояния метилирования ДНК островков CpG, лежащих «вверх по течению», обозначены розовыми кружками, если ДНК метилирована и пустыми кружками, если неметилирована. Состояние метилирования ДНК влияет на экспрессию гена, лежащего «вниз по течению». Аллели, наследуемые по материнской линии, дублированы (ген В); тогда как гены, которые находятся на отцовской аллели утрачены (ген А)

Изучение необычных пациентов не только установило случаи UPD для дополнительных хромосом, но и привело в 1989 г. к предположению, что UPD вызывает заболевания благодаря изменениям в эпигенотипе и нарушению геномного импринтинга (Nicholls et al., 1989). Николс (Nicholls) с соавторами изучали пациента с синдромом Прадера-Уилли (PWS, Prader-Willi syndrome), у которого была сбалансированная робертсоновская транслокация t( 13; 15), которая также присутствовала у его матери, не имевшей симптоматики, и у родственников по материнской линии. Тот факт, что пробанд унаследовал свою вторую свободную хромосому 15 от своей матери (тогда как все индивидуумы, не имевщие симптоматики, наследовали ее от отцов), привело авторов к заключению, что материнская UPD привела к фенотипу PWS. После того, как наличие материнской UPD по хромосоме 15 подтвердилось у второго пациента с PWS и с внешне нормальным кариотипом, авторы предположили, что в этиологии PWS свою роль играет геномный импринтинг. Более того, они заключили, что либо отцовские делеции, либо материнская UPD с 15ql 1-13 обычно приводит к PWS, и они предсказали, что отцовская UPD15 точно так же, как материнские делеции данного района, может вызвать синдром Ангелмана (Angelman syndrome). Все эти предсказания оказались верными (рис. 23.3).

 

3. Заболевания человека

 

3.1. Нарушения геномного импринтинга

Открытие UPD было клинической «точкой входа» в нарушения геномного импринтинга у людей. В то время как PWS и синдром Ангелмана были первыми изученными нарушениями геномного импринтинга. синдром Беквита-Видемана (Beckwith-Wiedemann syndrome), псевдогипопаратироидизм и синдром Сильвера-Рассела (Silver-Russell syndrome) расширили этот список и поставили множество интригующих вопросов относительно того, как эпигенетические дефекты приводят к фенотипу, характерному для того или иного заболевания В следующем разделе мы даем краткий обзор клинических характеристик каждого нарушения, приводим разнообразные механизмы, ведущие к эпигенетипическим дефектам, а также описываем фенотипы и биологическую суть явлений, установленную в результате изучения этого типа нарушений (табл. 23.1).

Таблица 23.1. Выборочные нарушения геномного импринтинга    

Сестринские синдромы: синдром Прадера-Уилли и синдром Ангелмана

Синдром Прадера-Уилли (PWS; OMIM 176270) и синдром Ангелмана (AS; OMIM 105830) в большинстве случаев вызываются одной и той же делецией 15q11-q13, размером 5—6 млн. нуклеотидов, но их фенотипы во многом различны. Геномный импринтинг в области 15q11-q13 объясняет эти фенотипические различия, с учетом того, что PWS вызывается делециями, унаследованными по отцовской линии, тогда как при AS делеции имеют материнское происхождение (Ledbetter et al., 1981; Magenis et al., 1987; Nicholls et al., 1989). PWS, который случается с частотой примерно 1/10000, был описан почти 50 лет назад и характеризуется младенческой гипотонией, задержкой развития, невозможностью роста вследствие плохого питания, апатией, за которыми следуют гиперфагия, тяжелое ожирение, низкоросл ость, вторичный гипогонадизм с гипоплазией гениталий и ослабление познавательных способностей. Пациенты с PWS также имеют отличительные физические черты, такие как небольшой размер кистей и стоп, миндалевидные глаза и тонкая верхняя губа. Большинство пациентов с PWS имеют слабое или среднее замедление умственного развития, подавляющее большинство из них проявляет разнообразные типы навязчиво-маниакального поведения, беспокойства, и иногда они замкнуты и несчастливы (рис. 23.4а). Наоборот, пациенты с AS имеют «счастливый настрой», часто улыбаются, и подвержены необъяснимым приступам смеха. Они страдают тяжелыми задержками развития, минимальными (если вообще имеют их) речевыми навыками. проблемами с равновесием (атаксией), производят аномальные похлопывающие движения кистями, характеризуются микроцефалией, припадками и некоторыми искаженными чертами, такими как выдающаяся нижняя челюсть и широкий рот (рис. 23.4б).

При обоих нарушениях могут наблюдаться гипотония, гипопигментация кожи и радужной оболочки и косоглазие. Большинство PWS и AS (-70%) вызваны отцовскими и материнскими делениями 15q11-q13, соответственно. Около 25% случаев PWS вызвано материнской UPD 15q11-q13, тогда как отцовская однородительская дисомия этого участка отвечает за 2—5% пациентов с AS (рис. 23.3). Разница в частоте однородительской дисомии между PWS и AS обычно инициируется материнским нерасхождением, поскольку на него влияет возраст матери, приводящий к зачатиям с трисомией или моносомией по хромосоме 15. Эти случаи затем подвергаются «спасению», что приводит к материнской UPD и PWS или отцовской UPD и AS, соответственно. Разница в частоте встречаемости этих двух однородительских дисомий предположительно связана с частотой образования двух аномальных яйцеклеток и с вероятностью «спасения» при обоих этих обстоятельствах. Транслокации в пределах критического PWS/AS участка отвечают менее чем за 10% таких случаев, но следует заметить, что такие транслокации связаны с высоким риском рецидива (до 50%), в зависимости от пола передающего родителя. Действительно, PWS и AS сосуществовали в некоторых семьях благодаря транслокациям или другим структурным аномалиям 15q11-q13, и фенотип при этом определялся полом передающего родителя (Hasegawa et al., 1984; Smeets et al., 1992).

Рис. 23.3. Синдром Прадера-Вилли и синдром Ангелмана

Оба синдрома могут быть вызваны генетическими, эпигенетическими или смешанными дефектами

Рис. 23.4. Пациент с синдромом Прадера-Уилли (а) и пациент с синдромом Ангелмана (б)

Эти фотографии иллюстрируют существенные различия в клинической картине нарушений, вызванных дефектами в импринтированном участке. Фотографии любезно предоставлены Д-рами Daniel J Driscoll (а) и Carlos A. Bacino (б)

Дефекты импринтинга представляют еще один класс мутаций, ведущих к фенотипам PWS или AS. Такие дефекты, которые включают в себя разделенный на две части центр импринтинга (1 С) в пределах 15q11-q13 (Ohtaet al., 1999), являются причиной того, что хромосома, принадлежащая по происхождению одному из родителей, имеет измененный эпигенотип, как правило, эпигенотип хромосомы, происходящей от другого родителя. Дефекты импринтинга часто включают в себя делецию 1C, но есть случаи, когда такие дефекты оказываются имеющими место благодаря эпигенетической мутации, не затрагивающей последовательность нуклеотидов ДНК. Итог таких разнообразных нарушений импринтинга один и тот же, и он включает в себя изменения в метилировании ДНК, структуре хроматина и, в конечном счете, паттерны экспрессии генов. Дефекты импринтинга объясняют 2—5% случаев PWS и AS, а делеции в 1C обычно ассоциируются с 50%-ным риском рецидива, в зависимости от пола родителя, передающего аномалию, тогда как риск рецидива в семьях без делеции в 1C невысок. Идентификация дефектов импринтинга у небольшого количества пациентов с AS, которые были зачаты после инъекции спермы в цитоплазму яйцеклетки (ICSI, intracytolasmic sperm injection), поставила вопрос о том, что, возможно, этот способ оплодотворения in vitro вызывает дефекты импринтинга (Сох et al., 2002; Orstavik et al., 2003). Обнаружение дефектов импринтинга среди случаев AS у пациентов, родившихся у субфертильных родительских пар, не прошедших процедуру ICSI (но подвергнутых гормональной стимуляции), порождает дальнейшие вопросы относительно того, имеют ли бесплодие и дефекты импринтинга общие механизмы, или действительно вспомогательные репродуктивные технологии [гормоны и (или) ICSI] имеют эпигенетические последствия (Ludwig et al., 2005).

Какой конкретно ген (гены) затрагивается геномным импринтингом в 15q11-q13, известно лишь для AS, но не для PWS. Около 10—15% случаев AS вызываются мутациями потери функции в гене лигазы ЕЗ убиквитина (UBE3A), кодирующем белок, связанный с Е6 (Е6-АР, E6-associated protein) (Kishino et al., 1997; Matsuura et al., 1997). Изучение экспрессии показало, что Ube3a экспрессируется исключительно с материнской аллели в мозжечковых клетках Пуркинье и в нейронах гиппокампа. Более того, мыши Ube3a + , лишенные материнской аллели, воспроизводят черты AS (Jiang et al., 1998). Эти результаты, так же как и данные по человеку, указывают на ген UBE3A, как на первопричину AS. Отцовская UPD или материнские делеции в 15q11-q13, ведут к потере экспрессии UBE3A в клетках Пуркинье. В случае дефектов импринтинга в 1C оказывается, что потеря сайленсинга антисмыслового транскрипта ведет к подавлению экспрессии гена UBE3A (Rougeulle et al., 1998). Интересно, что около 10% случаев AS остаются без молекулярного диагноза. Оказывается, что у ряда пациентов имеются мутации в белке ремоделинга хроматина — белке 2, связывающемся с метил-CpG, — что обсуждается ниже.

В случае PWS есть несколько кандидатов на роль импринтирующих генов, которые экспрессируются только с отцовской аллели, однако не ясно, которые из этих генов ответственны за фенотип PWS. Наиболее подходящими кандидатурами до сих пор являются гены в кластере некодирующих малых ядрышковых РНК (snoRNAs). Из белок-кодирующих генов наилучшими кандидатами являются SNURF-SNRPN и Necdin (NDN). Главный сайт старта транскрипции SNURF-SNRPN расположен в 1C и он кодирует малый ядерный рибонуклеопротеин (SN-RPN), который функционирует в регуляции сплайсинга. Считается, что главным сайтом дефектов импринтинга является еще один ген «рамка считывания вверх по течению от SNRPN» (или SNURF), наряду с некодирующими экзонами, расположенными «вверх по течению», потому что разрушение (дизрупция) этого гена ведет к изменению импринтинга SNRPN и других импринтированных генов 15q11-q13. Мыши с отсутствием Snrpn выглядят нормальными, а мыши с делециями, захватывающими Snrpn и другие гены, гомологичные генам в 15q11-q13, характеризуются гипотонией, задержкой роста, и погибают еще до окончания вскармливания (Tsai et al., 1999). Несколько генов малых ядрышковых РНК (snoRNA) экспрессируются с отцовской аллели и, возможно, вносят свой вклад в фенотип PWS (Meguro et al., 2001). Недавние исследования показали, что потеря отцовской аллели из одного кластера этих генов (HBI1-52) не вызывает PWS (Runte et al., 2005). Однако исследования на мышах заставляют предполагать, что утрата малой ядрышковой РНК Pwcr1/MBII-85, вероятно, отвечает за неонатальную смертность в моделях PWS, разработанной на мышах (Ding et al., 2005). Следовательно, PWS может вызываться потерей одного и более генов малых ядрышковых РНК, возможно, в сочетании с потерей других генов, экспрессирующихся в 15q11-q13 по отцовской линии. Тщательное исследование редких семей с транслокациями и делециями поддерживает мнение, что недостаточность по малым ядрышковым РНК PWCR1/HBII-85 вызывает PWS (Schulc ct al., 2005).

Синдром Беквита-Видемана

История синдрома Беквита-Видемана (BWS; OMIM 130650) представляет собой блестящий пример того, как заболевание человека вскрыло значение эпигенетики не только в нормальном развитии, но и при регуляции роста клеток и при опухолеобразовании. Синдром Беквита-Видемана характеризуется быстрым и гипертрофическим соматическим ростом, врожденными аномалиями и предрасположенностью к эмбриональным злокачественным перерождениям в детском возрасте (Weksberg et al., 2003). У пациентов с BWS в типичных случаях проявляется гигантизм, макроглоссия (увеличенный язык), гемигипертрофия разнообразные степени аномалии ушей и других органов и пупочная грыжа (выпячивание органов брюшной полости через пупок). Кроме того, многие пациенты страдают увеличенным размером внутренних органов; эмбриональными опухолями, такими как опухоль Уилмса (Wilms’ tumor), гепатобластома или рабдомиосаркома, а также гиперплазией и гипертрофией островков поджелудочной железы, часто приводящей к неонатальной гипогликемии.

Большинство случаев BWS носят спорадический характер, но наличие небольшого числа семей с паттерном аутосомно-доминантного наследования (в ретроспективе, после модификации геномным импринтингом) наводит на мысль о его генетической этиологии и связи синдрома с 11р15 (Pingetal., 1989). Преимущественная потеря материнских аллелей в опухолях, связанных с BWS, избыток женщин, передающих данное заболевание при его доминантной форме, и отцовская UPD по 11р15.5 в некоторых случаях BWS, свидетельствуют в пользу того, что эпигенетика и импринтинг должны играть важную роль в этиологии BWS, и что это заболевание может быть результатом смеси генетических и эпигенетических аномалий, либо возникших de novo, либо унаследованных. Кластер импринтированных генов, связанных с BWS, картируется в 11р15.5 в участке размером приблизительно 1 млн о. и включает в себя по меньшей мере 12 импринтированных генов. Считается, что эти гены регулируются двумя центрами импринтинга, разделенными неимпринтированным участком (Weksberg et al., 2003). Предполагается, что реципрокно импринтированный Н19 и инсулиноподобный фактор роста (IGF2) и дифференциально метилированный район представляют собой один участок контроля импринтинга (ICR1 - imprinting control region) (Joyce et al., 1997; Weksberg et al., 2003). H19кодирует экспрессируемую по материнской линии некодирующую PHKpol [I, a IGF2 кодирует экспрессируемый по отцовской линии фактор роста У этих двух генов общий стандартный набор энхансеров, на доступ к которым влияют статус метилирования ICR1 и связывание с белком CTCF (белком типа «цинкового пальца») (Hark et al., 2000). Второй участок контроля импринтинга (ICR2) содержит несколько генов, экспрессирующихся по материнской линии, в том числе: ингибитор циклин-зависимой киназы (CD-KN1C, кодирующий p57kip2), компонент калиевого канала (KCNQ1) и предполагаемый переносчик катионов (SLG22A1L). Дифференциально метилированный район в ICR2 картируется в интроне KCNQlu на отцовских аллелях он не метилирован, что ведет к экспрессии КС-NQIOTI в антисмысловом направлении KCNQ1. Предполагается, что метилирование ICR2 на материнской аллели сайленсирует материнскую экспрессию KCN-QIOTI, делая возможной экспрессию KCNQ1 и CDKN1C, экспрессирующихся по материнской линии (Lee et al, 1999; Smilinichet al., 1999).

Различные эпигенетические, а также генетические молекулярные дефекты дают некоторое понимание относительно того, какие гены вносят вклад в фенотип BWS. На неметилированных материнских аллелях CTCF связывается с ICR1 и устанавливает границу, посредством чего промотор IGF2 изолируется от энхансеров. Эти энхансеры могут потом получить доступ к промотору Н19 (более проксимальное положение относительно границы), разрешая транскрипцию Н19. Метилирование ICR1 на отцовских аллелях аннулирует связывание с CTCF, разрешая экспрессию IGF2 и сайленсинг Н19. Обнаружение того, что либо дупликации в 11р15.5, распространяющиеся на локус IGF, либо отцовская UPD данного участка (ожидается, что она приводит к сверхэкспрессии IGF2), в сочетании с данными, показывающими, что у трансгенных мышей со сверхэкспрессией IGF2 развиваются чрезмерно быстрый рост и увеличенный язык, подразумевает, что сверхэкспрессия IGF2 является одной из возможных причин гипертрофированного роста при BWS (Henry et al., 1991; Weksberg et al., 1993; Sun et al., 1997). Любопытно, что мутации типа потери функции в гене CDKN1C дают начало BWS, аналогично мутациям, вызываемым сверхрэкспрессией IGF2. У мышей, не имеющих Cdknlc, развиваются пупочные грыжи, но не усиленный рост. Однако, когда утрата Cdknlc сочетается с повышенной экспрессией Igf2, животные воспроизводят многие черты BWS (Caspary et al., 1999). К настоящему времени к молекулярным нарушениям, которые вызывают BWS, относятся: 1) отцовские дупликации, включающие IGF2, 2) отцовскую UPD по 11р15.5,3) мутации типа потери функции в материнской аллели CDKN1C, 4) трансляции на материнской хромосоме, нарушающие KCNQ1, влияющие на импринтинг IGF2но, как ни странно, не на ICR2, и 5) чаше всего — потеря импринтинга ICR2/KCNQiOTl, что, опять-таки, изменяет импринтинг IGF2 и предполагает некоторые регуляторные взаимодействия между ICR1 и ICR2 (Cooper et al., 2005). Некоторые эпигенетические изменения, идентифицированные при BWS, такие как дефекты метилирования в ICR1 гена Н19, также были подтверждены у пациентов с опухолью Уилмса, но не с BWS; это предполагает, что хронометраж эпигенетического дефекта может диктовать, будет ли аномальная регуляция роста затрагивать весь организм или только какой-то специфический орган. Тот факт, что аберрантное метилирование в IRC1 часто приводит к опухоли Уилмса, а в ICR2 — часто приводит к рабдомиосаркоме и гепатобластоме при BWS, предполагает, что в 11р15.5 имеется более чем один локус, обусловливающий предрасположенность к канцерогенезу (Weksberg et al., 2001; DeBaun et al., 2003; Prawitt et al., 2005).

Синдром Силвера-Рассела

Синдром Силвера-Рассела (SRS, Silver-Russell syndrome; OMIM 180860) — это нарушение развития, характеризующееся замедлением роста, невысокой фигурой, часто ассиметричной, и несколько бесформенными чертами лица и черепа, а также аномалиями пальцев. Наиболее заметная характеристика — это аномалии соматического роста, другие характеристики сильно варьируют. Генетически SRS гетерогенен, но подсчитано, что около 10% случаев являются результатом материнской UPD по хромосоме 7 (Eggermann et al., 1997). Предполагается, что SRS вызывается потерей функции гена, экспрессированного у отца (возможно, того, который способствует росту); но нельзя исключить альтернативную модель, а именно, сверхэкспрессию гена, подавляющего рост и экспрессированного у матери Интересно, что у некоторых индивидуумов с SRS была обнаружена эпигенетическая мутация, вызывающая деметилирование ICR1 на хромосоме 11р15. Этот эпигенетический дефект вызывает биаллельную экспрессию Н19 и пониженную экспрессию IGF2 (Gicquel et al., 2005).

Псевдогипопаратироидизм

Псевдогипопаратироидизм (РНР, pseudohypoparathyroidism) представляет собой группу фенотипов, являющихся результатом функционального гипопаратироидизма, несмотря на нормальный уровень паратироидного гормона (РТН, parathyroid hormone). Такие пациенты устойчивы к РТН (паратироидному гормону). Существует несколько клинических подтипов — la, lb, 1с, II и наследуемая остеодистрофия Олбрайта (OMIM 103580). Кроме функционального псевдогипопаратироидизма и остеодистрофии эти клинические варианты могут проявлять ряд соматических дефектов и дефектов развития. Гетерогенные с клинической точки зрения фенотипы являются результатом мутаций в гене GNAS1, кодирующем полипептид 1 (Gsa) — белок, обладающий a-стимулирующей активностью и связывающийся с гуанином. GNAS1 картируется в хромосоме 20q 13.2. Локус GNAS1 имеет три альтернативных первых экзона, расположенных «вверх по течению» (экзоны 1А, XL, и NESP55), которые сплайсированы с экзонами 2-13 и производят разные транскрипты, и в случае с NESP55 и XL этот альтернативный сплайсинг продуцирует уникальные белки Около этих экзонов имеются дифференциально метилированные участки, принуждающие NESP55 экспрессироваться исключительно с материнских аллелей, тогда как XL, экзон 1А и антисмысловой транскрипт для NESP55 экспрессируются у отца. Хотя транскрипт, кодирующий белок Gsa, экспрессирован биаллельно, в некоторых тканях, таких как проксимальные почечные канальцы, преимущественно экспрессирована материнская аллель. Сочетание геномных и тканеспецифичных импринтингов объясняет изменчивые фенотипы и эффект происхождения от одного или другого родителя даже для тех мутаций, которые имеют ясный аутосомный доминантный паттерн наследования (Hayward et al., 1998). Следует отметить, что у одного пациента с отцовской UPD участка GNAS1 развилось заболевание по типу lb (Bastepe et al., 2003).

Изучение генотипов и фенотипов этих клинических нарушений показало, что за исключением SRS все остальные геномные нарушения импринтинга (PWS, AS, BWS, и РНР) могут быть вызваны смесью генетических или эпигенетических аномалий, либо возникших de novo, либо унаследованных. Трудно поверить, что такая смешанная генетическая модель заболевания будет оставаться уникальной для этого небольшого набора нарушений. Немногим более десятилетия назад UPD была лишь теоретической возможностью, но сейчас установлено, что она имеет место на многих участках хромосом и приводит к разнообразным заболеваниям и фенотипам, касающимся развития. Одна из задач исследований генетики человека — выявить, какие гены отвечают за те или иные из ассоциированных с UPD фенотипов с целью установить список болезней, которые, вероятно, являются результатом смешанных генетикоэпигенетических механизмов.

 

3.2. Нарушения, влияющие на структуру хроматина в trans-конфигурации

Значение тонко отлаженной структуры хроматина для здоровья человека выдвинулось на первое место в связи с быстро растущим списком заболеваний человека, вызванных мутациями в генах, кодирующих белки, необходимые для структуры и ремоделинга хроматина. Сами по себе эти нарушения не являются эпигенетическими мутациями, но они изменяют состояния хроматина, являющиеся критическими компонентами эпигенотипа. Значительные различия между фенотипами, так же как тот факт, что едва уловимые изменения в уровне белка или даже консервативная аминокислотная замена могут приводить к заболеванию человека, все эти данные уже дают ключ к проблеме, касающейся строго контролируемой регуляции и взаимодействий белков ремоделинга хроматина. Нарушения, которые влияют на хроматин в trans-конфигурации, являются результатом либо нарушения функции белков, непосредственно участвующих в ремоделинге хроматина (таких, как белок, связывающийся с CREB, или СВР, ЕР300, а также белок, связывающийся с метил-CpG, или МеСР2), либо потери функции белков, участвующих в метилировании ДНК (таких, как de novo ДНК-метилтрансфераза ЗВ. DNMT3B, или метилентетрафолатредуктаза, MTHFR) (табл. 23.2). Нарушение функции любого из этих генов вызывает комплексные мультисистемные фенотипы или неоплазии, благодаря эффектам мисрегуляции экспрессии большого числа генов-мишеней, находящихся «ниже по течению». Вполне возможно, что существует множество заболеваний, которые вызываются мутациями в некодирующих РНК, действующими в trans-конфигурапии, хотя их еще предстоит обнаружить.

Таблица 23.2. Выборочные генетические нарушения, влияющие на структуру хроматина в trans-конфигурации

Синдром Рубинштейна-Тайби

Синдром Рубинштейна-Тайби (RSTS, Rubinstein-Taybi syndrome; OMIM 180849) характеризуется задержкой умственного развития, широкими большими пальцами рук и ног, аномалиями лица, врожденными пороками сердца и повышенным риском образования опухолей. Высокая частота конкордантности у монозиготных близнецов, наряду с несколькими случаями передачи от матери к плоду, предполагают, что это заболевание имеет генетическую основу, и что наиболее вероятно аутосомное доминантное наследование. У некоторых пациентов с RSTS были установлены цитогенетические аномалии, включающие 16р13.3 (Tommerup et al., 1992), которые картируются в участке, содержащем ген белка, связывающегося с CREB (CREBBP, или СВР). Гетерозиготные мутации в CREBBP демонстрируют, что гапло-недостаточность СВР вызывает RSTS (Petrij et al., 1995). СВР впервые был описан как коактиватор реагирующего на с АМР белка CREB При повышении внутриклеточных уровней сАМР протеинкиназа А (РКА) перемещается в ядро и фосфорилирует CREB, что приводит к его активации и связыванию его с элементами ответа на количество сАМР (Мауг and Montminy, 2001). СВР — это крупный белок (~250 кДа) с бромодоменом, который, как показано, связывает РКА-фосфорилированный CREB (Chrivia et al., 1993). СВР, в свою очередь, активирует транскрипцию с промотора, содержащего CRE через ацетилирование всех четырех коровых гистонов в соседних нуклеосомах (Ogryzko et al, 1996). Кроме того, СВР взаимодействует непосредственно с основным транскрипционным фактором TFIIIB через участок на своем карбоксильном конце (Anas et al., 1994; Kwok et al., 1994). Функциональный анализ in vitro одной из миссенс-мутаций СВР (замена Arg-1378 на пролин), вызывающей RSTS, выявил, что эта мутация подавляет гистон-ацетилтрансферазную (HAT) активность СВР (Murata et al., 2001). Эти данные, в сочетании с тем, что мыши, гаплонедостаточные по СВР, имеют ослабленную память и обучаемость, измененную синаптическую пластичность и аномальное ацетилирование хроматина, поддерживают вывод о том, что ослабленная НАТ-активность СВР — это главная причина RSTS фенотипа (Alarcon et al., 2004). В соответствии с ролью, которую играет в заболевании понижение НАТ-активности, находится недавнее открытие того, что мутация во втором гене, рЗОО, кодирующем эффективную HAT и транскрипционный коактиватор, вызывает некоторые случаи RSTS (Roelfsema et al., 2005). Выявление того, что некоторые дефекты синаптической пластичности, как и недостатки обучаемости и памяти у СВР " мышей, могут быть ревертированы с помощью ингибиторов деацетилазы гистонов (HDAC) (Alarcon et al., 2004), вызывает вопрос о том, может ли лекарственная терапия, использующая эти реагенты, устранить некоторые ментальные проблемы при RSTS.

Синдром Рэтта

Синдром Рэтта (RTT, Rett syndrome; OMIM 312750) — это доминантное сцепленное с Х-хромосомой постнатальное нарушение развития и нервной системы, характеризующееся двигательными аномалиями, атаксией, припадками, бесцельными движениями рук и речевой регрессией (Hagberg et al., 1983). RTT классифицируется no DSMIV как одно из нарушений, входящих в разряд аутизма (ASD, autistic spectrum disorder), и имеет три основные общие с ASD черты: оба заболевания проявляются постнатально, часто после периода внешне нормального развития, оба нарушают социальное и речевое развитие и оба сопровождаются необычными стереотипными движениями кистей или рук (рис. 23.5а). Хотя RTT — это в подавляющем большинстве случаев (>99%) спорадическое заболевание, обнаружение небольшого числа семей, в которых ген передается по материнской линии, предполагает, что оно имеет генетическую основу. Такие семьи, наряду с тем фактом, что RTT, как правило, наблюдается у особей женского пола, а женщины облигатные носители могут не иметь симптомов, привело к гипотезе, что RTT это доминантное нарушение, сцепленное с Х-хромосомой. С помошью метода «Ап exclusion mapping strategy» ген RTT был локализован в Xq27-qter, и анализ генов-кандидатов (candidate gene analysis) на эту роль указал на ген, кодирующий белок 2, связывающийся с метил-CpG (/МЕСР2), как на ген, вызывающий данное заболевание (Amiretal., 1999).

Рис. 5. Генетические нарушения, влияющие на хроматин в cis-конфигурации

( а ) Эта фотография пациента с синдромом Рэтта иллюстрирует необычные стереотипные движения рук, жевательные движения и аномальную осанку. Фото любезно предоставлено Д-ром Даниэлем Г . Глэйзом (Dr. Daniel G. Glaze), ( б ) Микрофотографии хромосом пациента с ICF , любезно предоставленные Д-рами Тимоти Г. Бестором, Робертом А. Роллинсом и Деборой Буркхис (Drs. Timothy Н. Bestor, Robert A. Rollins, and Deborah Bourc'his.)

Обнаружение того, что мутации в МЕСР2 являются основной причиной RTT, служит молекулярным свидетельством наличия связи между RTT и аутизмом. Сейчас известно, что мутации в МЕСР2 вызывают широкий спектр фенотипов у женщин, в том числе неспособность к обучению, обособленное (isolated) замедленное умственное развитие, синдром, похожий на синдром Ангелмана и ASD. Паттерны инактивации Х-хромосомы (XCI) — это главные молекулярные детерминанты данной клинической изменчивости. Женщины с мутациями в МЕСР2 и со сбалансированным паттерном XCI, как правило, страдают классическим RTT, за исключением нескольких гипоморфных аллелей. Женщины с несбалансированными паттернами XCI, благоприятствующими аллели дикого типа, в типичном случае имеют более мягкие фенотипы (Wan et al., 1999; Carney et al., 2003). Мужчины с мутациями MECP2 проявляют более широкий спектр фенотипов, чем женщины, благодаря их гемизиготности по данному локусу. Мутации, вызывающие RTT, как правило, вызывают летальность новорожденных, если только пациент мужского пола не является мозаиком по мутациям или не имеет кариотипа XXY — в этом случае все фенотипы, наблюдаемые у женщин, наблюдаются также и у таких мужчин (Zeev et al., 2002; Neul and Zoghbi, 2004). С другой стороны, у мужчин с гипоморфными аллелями, которые фенотипически едва проявляются у женщин, развиваются любые сочетания признаков, включая умственную отсталость, припадки, треморы, увеличенные семенники, маниакальную депрессию или шизофрению (Meloni et al., 2000; Couvert et al., 2001).

MeCP2 был идентифицирован на основании его способности связываться с симметрично метилированными динуклеотидами CpG (Lewis et al., 1992). Он локализуется в гетерохроматине и действует как репрессор транскрипции, зависимый от метилирования (Nan et al., 1997). МеСР2 связывается с метилированной ДНК через ее метил-CpG-связывающий домен и взаимодействует с корепрессорами Sin3A и HDACs через свой домен транскрипционной репрессии. МеСР2 также ассоциируется с Brahma — компонентом комплекса SWI-SNF ремоделинга хроматина (Harikrishnan et al., 2005).

Интригующей чертой RTT является отсроченное постнатальное проявление фенотипов в отсутствие нейродегенерации. Изучение распределения и распространенности МеСР2 выявило, что он определяется в зрелых нейронах, возможно, после формирования синапсов (Shahbazian et al., 2002а; Kishi and Macklis, 2004; Mullaney et al., 2004). Такое распределение предполагает, что нейронная функция МеСР2 играет существенную роль после того, как установились созревание и активности нейронов, и что эта его функция важна для регуляции деятельности нейронов. Начинается идентификация некоторых мишеней МеСР2, но еще предстоит определить, какими именно из этих мишеней опосредуются разнообразные фенотипы RTT (Chen et al., 2003; Martinowich et al., 2003; Horike et al., 2005; Nuber et al., 2005). Исследования с применением клеточного экстракта от пациентов с RTT или экстракта мозга мышей, не имеющих функционального МеСР2, выявили измененный характер ацетилирования гистонов (Wan et al., 2001; Shahbazian et al., 2002b; Kaufmann et al., 2005), что согласуется с предполагаемой ролью данного белка в деацетилировании гистонов, учитывая его взаимодействия с HDACs. Интересно, что удвоение дозы МеСР2 у мышей и человека приводит к прогрессивным постнатальным фенотипам, которые, в сущности, более резко выражены, чем некоторые из фенотипов, обусловленных потерей функции (Collins et al., 2004; Meins et al., 2005; Van Esch et al., 2005). Остается еще проверить, приводит ли увеличение уровней МеСР2 к титрованию ключевых взаимодействующих компонентов и (или) к аберрантной экспрессии его мишеней Стремясь выявить потенциально новые функции МеСР2, Янг с коллегами обнаружили, что МеСР2 взаимодействует с белком 1, связывающимся с Y-боксом (YB-1), — белком, связывающимся с PF1K, и влияющим на сплайсинг (Young et al., 2005). МеСР2 регулирует сплайсинг РНК репортерных минигенов, но, что наиболее важно, он влияет на сплайсинг РНК in vivo, учитывая данные об изменении паттернов сплайсинга РНК в ткани мозга мышей, моделирующих RTT (Young et al., 2005). Важность МеСР2 в эпигенетической регуляции экспрессии нейрональных генов и его влияние на сплайсинг РНК, по-видимому, лежат в основе потери основных вех при развитии и при аномальной неврологической функции при RTT и родственных ему нарушениях.

Сцепленная с Х-хромосомой ?-талассемия, сопровождающаяся умственной отсталостью

Мужчины с синдромом сцепленной с Х-хромосомой ?-талассемией, сопровождающейся умственной отсталостью (ATRX; OMIM 301040), проявляют ?-талассемию, умеренную (до тяжелой) умственную отсталость, бесформенные черты лица, микроцефалию, аномалии скелета и половых органов и, обычно, неспособность к ходьбе. Гетерозиготные пациенты женского пола обычно не имеют симптомов. Мутации в vmzATRX, которые картируются в Xql3, вызывают этот синдром, так же как и совокупность дополнительных фенотипов, включающих в себя разные степени сцепленной с Х-хромосомой умственной отсталости (XLMR), тяжелую MR со спастической параплегией и благоприобретенную в связи с соматическими мутациями ?-талассемию в миело-диспластическом синдроме (ATMDS) (Gibbons et al., 1995, 2003; Villard et al., 1996; Yntemaet al., 2002). Белок ATRX содержит характерный для растений гомеодоменный (PHD-подобный) мотив «цинкового пальца», равно как и ДНК-зависимую АТФазу семейства SNF2. Это, в сочетании с локализацией в перицентромерных гетерохроматиновых доменах и ассоциацией с гетерохроматином la (HP 1а) (McDowell et al., 1999), предполагает, что данный белок играет какую-то роль в ремоделинге хроматина. Мутации в ATRX вызывают даун-регуляцию локуса ?-глобина и аномальное метилирование нескольких высокоповторяющихся последовательностей нуклеотидов, в том числе субтеломерных повторов, специфичного для Y-хромосомы саттелита и рибосомных последовательностей ДНК. Недавние исследования показали, что ATRX необходим для выживания кортикальных нейронов, и это служит намеком на то, что повышенная потеря нейронов может вносить свой вклад в развитие тяжелой умственной отсталости и мышечной спастичности, наблюдаемых у пациентов с мутациями ATRX (Berube et al., 2005).

Интересно, что уровни ATRX строго регулируются и что как уменьшение, так и увеличение его количества, вызывают основные проблемы в развитии нервной системы. Например, пациенты, у которых в результате мутаций имеется 10—30% ATRX от его нормального уровня, проявляют полный фенотип, характерный для ATRX, несмотря на наличие значительного количества нормального белка ATRX (Picketts et al., 1996). Слишком большое количество ATRX, похоже, тоже является разрушительным. У трансгенных мышей с сверхэкспрессией ATRX развиваются дефекты нервной трубки, наблюдается замедление роста и гибель в процессе эмбриогенеза. У тех, кто выживает, наблюдаются краниофасциальные аномалии, непроизвольное царапанье морды и припадки. Эти характеристики напоминают клиническую картину у пациентов с мутациями ATRX типа «потери функций», что указывает на возможность того, что уровни ATRX строго регулируются для функциональной целостности белкового комплекса, внутри которого он находится.

Синдром иммунодефицита, нестабильности центромерного участка и лицевых аномалий

Синдром иммунодефицита, нестабильности центромерного участка и лицевых аномалий (ICF, OMIM 242860) — это редкое аутосомное рецессивное нарушение, связанное с разрывом хромосом. Пациенты с ICF проявляют два неизменных фенотипа: иммунодефицит и цитогенетические аномалии. Высокоизменчивые и менее пенетрантные фенотипы включают в себя черепно-лицевые дефекты, такие как широкую и плоскую переносицу, складки эпикантуса, высокий лоб и низко посаженные уши, задержку психомоторного развития и кишечную дисфункцию (Smeets et al., 1994). В типичном случае иммунодефицит представлен в тяжелых формах и часто вызывает смерть в детстве, до достижения зрелого возраста, в результате респираторных или желудочно-кишечных инфекций. Наиболее обычный иммунологический дефект — это снижение уровня сывороточных иммуноглобулинов (IgG), но наблюдается также и уменьшение числа В- или Т-клеток (Ehrlich, 2003). Цитогенетические аномалии, в первую очередь затрагивающие хромосомы 1 и 16, и, в меньшей степени, 9, видны при обычном кариотипическом анализе крови и в культивируемых клетках пациентов с ICF (рис. 5b) (Tuck-Muller et al., 2000).

Гипометилирование околоцентромерных повторяющихся последовательностей на хромосомах 1, 9 и 16 было обнаружено задолго до идентификации гена ICF (Jean-pierre et al., 1993). Эти хромосомы содержат наиболее крупные блоки классических сателлитных (сателлиты 2 и 3) тандемных повторов около центромеров. Тот факт, что ICF вызывается мутациями типа «потери функции» в гене ДНК метилтрансферазы (DNMT3B), метилирующей ДНК de novo, способствовало пониманию роли ослабления метилирования в центромерных сателлитах 2 и 3 (Hansen et al., 1999; Okano et al., 1999; Xu et al., 1999). Однако остается неясным, почему потеря функции у повсеместно экспрессирующейся de novo метилтрансферазы избирательно затрагивает специфические повторяющиеся последовательности. Одно из возможных объяснений связано с внутриклеточным распределением и (или) контекст-специфичным белковым взаимодействием DNMT3B (Bachman et al., 2001). Другая возможность состоит в том, что каталитическая активность DNMT3B в большей степени необходима для метилирования последовательностей нуклеотидов с высокой плотностью CpGs на больших геномных участках, как в случае с сателлитом 2 (Gowher and Jeltsch, 2002) или повторяющейся последовательностью D4Z4, что подразумевается при плече-лопаточно-лицевой миопатии (Kondo et al., 2000). Остается определить, являются ли гипометилированными дополнительные специфические последовательности, но прогнозируется, что гипометилирование ДНК ведет к изменению экспрессии генов, которые играют важную роль в развитии черепно-лицевой области, нервной и иммунной систем.

Изучение экспрессии генов с использованием РНК из лимфобластоидных клеточных линий от пациентов с ICF и от здоровых контрольных людей выявило несколько изменений в генах, участвующих в созревании, миграции, активации и хоминге лимфоцитов (Ehrlich et al., 2001). Не понятно, однако, вызывает ли потеря DNMT3B дисрегуляцию таких генов, потому что паттерны метилирования в их промоторах не кажутся измененными. Притом, что единственное выявленное пока гипометилирование при ICF имеет место на саттелитной ДНК, предполагается, что некоторые из генов, измененных при ICF, могут связываться с саттелитной ДНК. Такие нуклеотидные последовательности в типичном случае, будучи метилированными, ведут себя как гетерохроматин; таким образом, при ICF имеет место разрегулированная экспрессия генов, благодаря транс-эффектам гетерохроматиновых участков, обогащенных доменами с сателлитами 2 и 3 (Bickmore and van der Maarel, 2003).

Спондилоэпифизарная дисплазия Шимке

Дисплазия Шимке (SIOD, OMIM 242900) — это аутосомное рецессивное мультисистемное нарушение, характеризующееся дисплазией позвоночника и концов длинных костей, недостаточностью роста, функциональными почечными аномалиями вследствие очагового (центрального) гломерулосклероза, гипотироидизмом и дефектным Т-клеточным иммунитетом (Schimke et al., 1971; Spranger et al., 1991). SIOD вызывается мутациями в SMARCAL1 (SWl/SNF2-CBB3aHHbm, ассоциированный с матриксом; актин-зависимый регулятор хроматина, подсемейство а-like 1), который кодирует белок, регулирующий транскрипционную активность посредством ремоделинга хроматина (Boerkoel et al., 2002). Нонсенс-мутации и мутации сдвига рамки считывания вызывают тяжелые нарушения фенотипа, тогда как некоторые из миссенс-мутаций вызывают возникновение более мягких, или частично выраженных фенотипов (Boerkoel et al., 2002). Недавно у пациента с лимфомой В-клетоки с SIOD была обнаружены мутации в SMARCAL; это предполагает, что потеря функции данного белка может вызывать фатальное лимфопролиферативное расстройство (Taha et al., 2004). Остается прояснить точный механизм, посредством которого утрата SMARCAL1 вызывает фенотип SIOD.

Дефицит метилентетрагидрофолатредуктазы

Метилентетрагидрофолатредуктаза (MTHFR) участвует в превращении 5, 10-метилентетрагидрофолата (5,10-MTHF) в 5-метилтетрафолат (5MTHF). Метальная группа приобретается затем от 5MTHF во время превращения гомоцистеина в метионин с помощью метионинсинтазы. Метионин далее превращается в S-аденозилметионин (SAM), основной донор метила для всех метилтрансфераз. Дефицит MTHFR вызывает редкое аутосомное рецессивное расстройство, характеризующееся умственной отсталостью (Rozen, 1996). Обычный термолабильный полиморфизм (6770Т, который изменяет аланин на валин) вызывает понижение активности MTHFR и ассоциировался, особенно у гомозоготных пациентов, в диете которых низкое содержание фолатов, с гипергомоцистеинемией (Goyette et al., 1994). Этот полиморфизм изучался как фактор риска возникновения атеросклероза, дефектов нервной трубки и рака (Ма et al., 1997; Brattstrometal., 1998; Chenetal., 1999; Bottoand Yang, 2000; Schwahn and Rozen, 2001). Мыши, гетерозиготные или гомозиготные по нулевой аллели MTHFR, имеют пониженный уровень SAM, пониженное общее метилирование ДНК. Более того, такие нуль-мутанты имеют липидные отложения на аорте и дегенерацию нейронов (Chen et al., 2001). Общее изменение метилирования ДНК, связанное с частичной или полной потерей MTHFR, позволяет предположить, что некоторые из фенотипов, ассоциирующиеся с этими дисфункциями, могут являться следствием нарушений хроматина благодаря пониженному метилированию ДНК (и, возможно, гистонов). Имеется одно сообщение о том, что дефицит MTHFR вызывает фенотип, характерный для синдрома Ангелмана (Arn et al., 1998), и имеются существенные совпадения тяжелой недостаточности по MTHFR с AS и RTT (Fattal-Valevski et al., 2000).

 

3.3 Расстройства, влияющие на структуру хроматина в

cis

-конфигурации

Гены большинства менделирующих нарушений обычно идентифицируются путем обнаружения мутаций либо в экзонах, либо в сайтах сплайсинга, в результате чего продукты данного гена, РНК или белок, изменяются или не производятся. Однако для многих из этих расстройств мы нередко имеем небольшую группу пациентов, у которых мутации не могут быть идентифицированы после секвенирования кодирующих и некодирующих участков гена несмотря на сцепление со специфическим локусом. Становится все более ясно, что эпигенетические или генетические аномалии, которые влияют на экспрессию генов в сА-конфигурации, лежат в основе некоторых менделирующих нарушений и случаев отсутствия экзонных мутаций. Следующие три примера демонстрируют, как сА-сцепленные изменения в структуре хроматина приводят к заболеванию человека (табл. 23.3).

???- и ?? -талассемия

Талассемии — это самые обычные в мире моногенные нарушения. Они представляют собой гетерогенную группу нарушений синтеза гемоглобина, вызываемую пониженным уровнем содержания одной или нескольких глобиновых цепей гемоглобина. Дисбаланс синтеза различных глобиновых цепей ведет к аномальному эритропоэзу и тяжелой анемии (Weatherall et al., 2001). Были идентифицированы сотни кодирующих мутаций и мутаций сплайсинга, но именно делеции регуляторных повторностей заострили внимание на том, как изменения в структуре хроматина могут объяснить некоторые подтипы талассемий. Тот факт, что делеции примерно 100 т.о., которые удаляли часть гена ?-глобина, расположенную «вверх по течению» (оставляя ген интактным), вызывали ???-талассемию, помогло идентифицировать участок контроля локуса (LCR), который регулирует экспрессию Р-глобина (Kioussis et al., 1983; Forrester et al., 1990). Меньшие делеции, включающие часть LCR, вызывали ??-талассемию (Curtin etal., 1985; Driscoll etal., 1989). Эти делеции приводили к изменению состояния хроматина в локусе ?-глобина, несмотря на то, что они находились на десятки тысяч пар нуклеотидов «вверх по течению» от кодирующего участка (Grosveld, 1999).

Таблица 23.3. Выборочные генетические нарушения , влияющие на структуру хроматина в cis-конфигурации

Синдром ломкой Х-хромосомы

Умственная отсталость, связанная с ломкой Х-хромосомой (OMIM 309550), — это один из наиболее обычных случаев (causes) наследуемой умственной отсталости. Более 60 лет назад Мартин и Белл описали семью, в которой было показано, что умственная отсталость расщепляется как нарушение, сцепленное с Х-хромосомой (Martin and Bell, 1943). В 1969 году Лабе сообщал о сужении на длинном плече Х-хромосомы у некоторых умственно отсталых пациентов мужского пола и у бессимптомных пациентов женского пола (Lubs, 1969). Такой хромосомный вариант был картирован в Xq27.3 и был назван ломкой Х-хромосомой (Harrison et al., 1983). Цитогенетические исследования, особенно те, в которых использовались культуральные среды с дефицитом фолиевой кислоты и тимидина, выявили ломкий сайт в семьях с Х-сцепленной умственной отсталостью; впоследствии эти семьи были диагносцированы как несущие синдром ломкой Х-хромосомы (Sutherland, 1977; Richards et al., 1981). Мужчины с этим синдромом имеют умственную отсталость от умеренной до тяжелой, макроорхидизм, аномалии соединительных тканей, такие как сверхрастяжимость суставов, и большие уши (рис. 23.6) (Hagerman et al., 1984). Ген, отвечающий за синдром ломкой Х-хромосомы,— это ген FMR1, который кодирует белок FMRR Наиболее обычный механизм мутации — это экспансия нестабильного некодирующего повтора CGG (Warren and Sherman, 2001). Нормальные аллели содержат 6—60 повторов, премутационные — 60—200, а полная мутация содержит более 200 повторов. Увеличение количества повторов на 5’UTR гена FMR1 представляет собой превосходный пример генетического расстройства, опосредованного изменением структуры хроматина в cis-конфигурации.

Рис. 23.6. Пример генетичесского нарушения, влияющего на хроматин в trans-конфигурации.

Фотография пациента с синдромом ломкой Х-хромосомы, который, помимо умственной отсталости, обладает типичными признаками, а именно выдающимся лбом и большими ушами. Фотография любезно предоставлена доктором Стивеном Уорреном (Dr. Stephen Т. Warren)

Островок CpG в 5’-регуляторном участке FMR1 становится в случае полной мутации аберрантно метилированным после экспансии повторов (Verkerk et al., 1991). Пониженное ацетилирование гистонов на 5’ конце было установлено в клетках пациентов с ломкой Х-хромосомой при сравнении со здоровыми контрольными пациентами (Coffee et al., 1999). В свою очередь, измененные паттерны метилирования ДНК и ацетилирования гистонов приводят к потере экспрессии FMR1, и, соответственно, к потере функции белка FMRP у пациентов с синдромом ломкой Х-хромосомы. Таким образом, эти пациенты имеют первичную генетическую мутацию и вторичную эпигенетическую мутацию.

Интересный эпигенетический механизм был предложен для объяснения того, как повтор CGG в гене FMR1 метилируется и впоследствии сайленсируется. Тот факт, что премутационный повтор CGG формирует одиночную и стабильную шпилечную структуру (Handa et al., 2003), наряду с данными о том, что повторы rCGG могут расщепляться Dicer, обусловил возможность того, что обнаружившие экспансию повторы CGG (которые в период раннего развития не метилированы) могут транскрибироваться и что получающаяся в результате РНК образует шпильку, которая может расщепляться Dicer для образования малых некодирующих РНК. Эти молекулы малых РНК связываются с РНК-индуцированным инициатором транскрипционного сайленсинга генов (RITS) и рекрутируют de novo метилтрансферазы ДНК и (или) метилтрансферазы гистонов к 5'UTR гена FMR1, что приводит к полному метилированию повтора CGG и транскрипционной репрессии FMRluo мере развития (Jin et al., 2004а).

FMRP — это селективный РНК-связывающий белок, который содержит два домена КН и бокс RGG. Он связывается с полисомами РНК-зависимым способом посредством информационных рибонуклеопротеиновых частиц и предположительно участвует в супрессирующей трансляции как in vitro, так и in vivo (Laggerbauer et al., 2001; Li et al., 2001). Локализация белка FMRP совместно с и PH К и полирибосомами в дендритных шипиках (dendritic spines) свидетельствует о его роли в регуляции локального белкового синтеза в ответ на стимуляцию синапса (Feng et al., 1997; Weiler and Greenough, 1999; Brown et al., 2001; Darnell et al., 2001, 2005). Были идентифицированы предполагаемые мишени FMRP, которые играют роль в развитии синапса и которые могли бы частично объяснить возникновение фенотипов, связанных с нарушением развития нервной системы (Brown et al., 2001; Darnell et al., 2001).

Некоторые исследования позволяют предположить, что основной механизм, с помощью которого FMRP регулирует трансляцию — это PH К-интерференция (RNAi). Гомолог ломкой Х-хромосомы у дрозофилы (Dfmrl) связывается с Argonaute (ARG02) и с комплексом РНК-индуцированного сайленсинга (RISC), a FMRP млекопитающих взаимодействует с EIF2C2 и связывается с активностью Dicer (Caudy et al., 2002; Ishizuka et al., 2002; Jin et al., 2004b). Наиболее вероятный механизм, предполагаемый для роли FMRP как супрессора трансляции, состоит в том, что FMRP связывается со специфическими иРНК-лигандами, рекрутирует RISC вместе с miRNAs и облегчает узнавание между miRNAs и иРНК-лигандами (Jin et al., 2004а).

У носителей предмутации ломкой Х-хромосомы (60— 200 повторов) развивается отчетливый нейродегенеративный синдром, характеризующийся тремором и атаксией (Hagerman and Hagerman, 2004). Интересно, что эти предмутации могут индуцировать патогенез на уровне РНК, поскольку присутствуют РНК и белок гена FMR. Исследования на модельных животных предполагают, что РНК, кодируемая повторами CGG, присоединяется к некоторым клеточным белкам, изменяет их функцию, вызывая их накопление (Jin et al., 2003; Willemsen et al., 2003).

Плече-лопаточно-лицевая миопатия

Плече-лопаточно-лицевая миопатия (FSHD; OMIM 158900) — это аутосомная доминантная мышечная дистрофия, характеризующаяся прогрессирующим разрушением мускулов лица, предплечья и плеча. Более тяжелые случаи характеризуются потерей слуха, и очень небольшая доля детей, имеющих тяжелую форму заболевания, страдают умственной отсталостью и припадками (Mathews, 2003). Основной локус для FSHD (FSHD1) картируется в субтеломерном участке хромосомы 4q35 рядом с D4Z4 — низкокопийном повторе, который содержит совокупность единиц, обогащенных GC и имеющих длину 3.3 т.о. Эта повторяющаяся совокупность полиморфна и содержит 11—150 единиц на нормальных хромосомах, тогда как на FSHD хромосомах данная совокупность находится в диапазоне 1—10 единиц. (Wijmenga et al., 1992; van Deutekom et al., 1993). Второй вариабильный саттелитный повтор — последовательность ((3-68 п.о. Sau3A) дистальнее D4Z4 — оказывается, принимает участие в развитии FSHD. Вариант 4qA в ?-саттелитном повторе, наряду с сокращением повтора D4Z4 необходим для проявления FSHD (Lemmers et al., 2002). Пока не вполне понятно, как именно сокращение D4Z4 вместе с вариантом 4qA (?-саттелит) вызывет болезнь. Участок 4q35, содержащий D4Z4, имеет сходство с другими субтеломерами и проявляет черты, типичные для гетерохроматиновых участков (Flint etal., 1997; Tupler and Gabellini, 2004). Исследования in vitro и in vivo выявили в D4Z4 последовательность 27 п.о., которая связывается с комплексом, называемым «D4Z4-реапрессирующий комплекс» (DRC), который включает в себя транскрипционный репрессор Ying Yangl (YY1), бокс 2 группы высокой подвижности (HMGB2) и нуклеолин (Gabellini et al., 2002). Бикмор и ван дер Маарель, а также Габеллини с коллегами предположили, что сокращение повторов вызывает менее репрессивное состояние хроматина, что приводит к усиленной транскрипции генов 4q35-qter (Bickmore and van der Maarel, 2003; Tupler and Gabellini, 2004). Обнаружение повышенной экспрессии трех генов — FRGlw 2 (участок FSHD, гены I и 2) и переносчик нуклеотида аденина 1 (ANT1) — в мышцах пациентов с FSHD по сравнению с нормальной мускулатурой, согласуется с этой гипотезой (Gabellini et al., 2002). Остается еще выяснить, являются ли изменения в экспрессии этих генов прямым или косвенным следствием сокращений D4Z4 и влияет ли разрегулировка дополнительных генов на фенотип, связанный с заболеванием.

Эпимутации и заболевания человека

У двух индивидуумов, страдавших множественными раковыми заболеваниями, были обнаружены эпимутации в гене MLH1 (ген, исправляющий неправильно спаренные основания в ДНК — DNA mismatch repair gene) (Suter et al., 2004). Во всех нормальных тканях, полученных от этих двух пациентов, было выявлено аномальное метилирование промоторного участка гена MLH. Делеция MLH1 или утрата гетерозиготности по этому гену в ткани опухоли вела к полной утрате белка MLH1. Оба эти пациента страдали раком толстой и прямой кишки, один из них имел рак двенадцатиперстной кишки, а у другой развились рак эндометрия и молочной железы, а также меланома. Степень участия эпимутаций в заболеваниях человека прояснится лишь тогда, когда исследователи начнут систематические поиски таких мутаций.

 

3.4. Взаимодействие эпигенетики и окружающей среды

Данные, полученные на человеке и модельных животных, свидетельствуют, что факторы окружающей среды могут влиять на эпигенетические метки, и, в результате, на функцию гена. Тот факт, что однояйцевые близнецы имеют сходные эпигенотипы в течение первых лет жизни, но демонстрируют существенные различия по содержанию и распределению 5-метилцитозинов и ацетилированных гистонов, является хорошим доказательством того, что эпигенотип метастабилен и проявляет вариабельность во времени (Fraga et al., 2005). Вероятно, многие факторы окружающей среды и стохастические события могут способствовать изменчивости эпигенома (рис. 23.7) (Anway et al., 2005), но потенциальными ключевыми игроками выступают диета и ранний опыт.

Диета и эпигенотипы при старении и болезнях

Несколько сообщений указывают на то, что существует зависящее от возраста уменьшение глобального метилирования ДНК, тогда как одновременно может иметь место сайт-специфическое гиперметилирование (Hoal-van Helden and van Helden, 1989; Cooney, 1993; Rampersaud et al., 2000). Притом, что имеется большой массив данных, связывающих изменения в метилировании ДНК с риском возниковения или развития раковых заболеваний (Mays-Hoopes, 1989; Issa et al., 1994), такие эпигенетические изменения могут вносить свой вклад в возрастание риска раковых заболеваний, связанное с возрастом. Роль диеты как фактора, участвующего в контроле статуса глобального метилирования, лучше всего проиллюстрировано на взрослых пациентах мужского пола, страдающих уремией и подвергнутых гемодиализу. Наличие у таких пациентов гипергомоцистинемии предполагает низкое содержание метионина, возможно, преимущественно из-за истощения фолатов. У этих мужчин имело место редуцированное общее и локус-специфическое метилирование ДНК, которое изменялось на противоположное после назначения высоких доз фолиевой кислоты (Ingrosso et al., 2003).

Из-за того, что некоторые нейропсихиатрические характеристики, происходящие вследствие недостатка фолатов и витамина В12, перекрываются со свойствами, наблюдаемыми при спорадических нейропсихиатрических нарушениях, было высказано предположение, что последние могут быть вызваны изменениями в паттернах метилирования в центральной нервной системе (Reynolds et al., 1984). Низкие уровни содержания SAM были обнаружены при фолат-зависимой депрессии; более того, добавление SAM помогает как дополнительная терапия при некоторых формах депрессии (Bottiglieri et al., 1994). Наконец, хотя и непонятно, каким образом прием повышенного количества фолиевой кислоты беременными женщинами уменьшает риск дефектов нервной трубки плода, соблазнительно было бы предположить какое-то эпигенетически опосредованное влияние на метилирование ДНК или гистонов. Обнаружение того, что у мышей agouti viable yellow обогащение диеты самок фолиевой кислотой, В12 и бетаином изменяет эпигенотип и фенотип потомства, по-видимому, является первым из множества примеров, которые еще предстоит обнаружить у людей и других млекопитающих (Wolff et al., 1998; Waterland and Jirtle, 2003).

Ранний опыт и эпигенотипы

Наилучший пример того, как ранний опыт и материнское поведение могут изменить эпигенотип млекопитающего, пока описан только у крыс. Частое облизывание крысами своих детенышей и груминг изменяют статус метилирования ДНК в промоторном участке гена рецептора глюкокортикоидов (GR) в гиппокампе крысят. У крысят, которых часто вылизывали и подвергали груммингу, имеет место пониженное метилирование ДНК и повышенное ацетилирование гистонов в промоторе GR по сравнению с крысятами, выращенными крысами, которые их редко вылизывали (Weaver et al., 2004). Повышенные уровни содержания GR у крысят, в свою очередь, влияют на регуляцию у них уровня гормона стресса и на их реакцию на стресс в течение всей жизни (Liu et al., 1997; Weaver et al., 2004). Хотя такие данные для человека пока отсутствуют, они безусловно поднимают вопрос относительно роли раннего опыта в модулировании эпигенотипов и риске психиатрических расстройств у людей.

Рис. 23.7. Эпигенотип, наряду с генотипом и факторами окружающей среды, играет критическую роль в определении фенотипов

Известные эпигенетические факторы, влияющие на экспрессию генов и стабильность генома, включают метилирование ДНК. комплексы ремоделинга хроматина, ковалентные модификации гистонов, наличие вариантов гистонов или некодирующих ре­ гуляторных РНК (ncRNA)

 

4. Глядя в будущее

Мы ожидаем, что в следующем десятилетии мутации, изменяющие эпигенотип, все больше и больше будут признаваться мутационными механизмами, вызывающими ряд нарушений у человека. Традиционно, идентификация генов, вызывающих заболевания, была сфокусирована на таких расстройствах, при которых семейные случаи или случаи у пациентов с хромосомными аномалиями облегчали позиционное клонирование (positional cloning) гена, ответственного за данное расстройство. Мы оказываемся перед вызовом, когда пытаемся обнаружить мутационную основу для некоторых наиболее обычных и разрушительных расстройств, таких как шизофрения, аутизм и нарушения настроения. Семейные случаи не являются такими уж обычными, очень вероятна генетическая гетерогенность, и последнее, но не менее важное, это то, что генетические данные — особенно частота дискордантности у однояйцевых близнецов — не всегда согласуются с моделью простого менделевского наследования Эти данные, вместе с сильным влиянием факторов окружающей среды на пенетрантность некоторых из этих расстройств, подчеркивают важность изучения эпигеномов при такого рода заболеваниях. Даже такие моногенные расстройства, как синдром Ангелмана, синдром Беквита-Видеманна. синдром Сильвера-Рассела, могут быть вызваны либо геномными мутациями, либо мутациями, которые влияют на эпигенотип и могут быть как унаследованными, так и возникающими de novo Такие молекулярные вариации безусловно будут вскрыты для остальных нарушений у человека. Более того, есть основания предполагать, что эпигенетические мутации, которые будут влиять на транскрипцию, сплайсинг РНК или модификации белков, могут вызывать болезни, поскольку существуют данные, показывающие, что уровни содержания нескольких белков, участвующих в эпигенетической регуляции, строго контролируются и что нарушения этих уровней либо из-за мутаций типа утраты функции, либо из-за дупликаций вызывают расстройства у человека.

 

Благодарности

Мы благодарим Д-ра Тимоти Бестора, Д-ра Роберта Роллинза и Д-ра Дебору Буркхис за микрофотографию хромосом пациента с ICF синдромом, Д-ра Даниеля Дрисколла за фотографию пациента с синдромом Прадера-Вилли, Д-ра Карлоса Басино за изображение пациента с синдромом Ангелмана. Д-ра Даниеля Глейза за фотографию пациента с синдромом Ретга и Д-ра Стивена Уоррена за фотографию пациента с синдромом ломкой Х-хромосомы. Мы благодарны коллегам из лаборатории Зогби (Zoghbi) за прочтение данной главы и сделанные великолепные предложения. Мы также благодарим бывших и ныне работающих сотрудников лаборатории, которые участвовали в нашей работе над синдромом Ретга, синдромом Прадера-Вилли и синдромом Ангелмана. И последняя по списку, но не последняя по значению, благодарность нашим пациентам с синдромом Ретга, унипарентной дисомией по 7 хромосоме, синдромом Прадера-Вилли, синдромом Ангелмана и аутизмом, и их семьям за то, что они помогли нам прояснить роль эпигенетики в заболеваниях человека. Наша работа была поддержана грантами Национальных институтов здоровья (NIH) (5 Р01 HD040301-05; 5 Р30 HD024064-17; 5 Р01 HD37283); Международной ассоциацией синдрома Ретга; Фондом исследования синдрома Ретга; организацией «Исцели аутизм сейчас»; Фондом Симонса, March of Dimes (12-FY03-43); и Центром Ретга, клиникой «Синяя птица». H.Y.Z. является исследователем в the Howard Hughes Medical Institute. Мы сожалеем, что из-за ограниченности места мы вынуждены были убрать многие важные и значимые ссылки.

 

Литература

Alarcon J.M., Malleret G., Touzani K., Vronskaya S., Ishii S., Kan-del E.R., and Barco A., 2004. Chromatin acetylation, memory, and LTP are impaired in CBP+/- mice: A model for the cognitive deficit in Rubinstein-Taybi syndrome and its amelioration. Neuron 42: 947-959.

Amir R.E., Van den Veyver L.B., Wan M., Tran C.Q., Francke U., and Zoghbi H.Y., 1999. Rett syndrome is caused by mutations in X-linked MECP2, encoding methyl-CpG-binding protein 2. Nat. Genet. 23: 185-188.

Anway M.D., Cupp A.S., Uzumcu M., and Skinner M.K., 2005. Epigenetic transgenerational actions of endocrine disrupters and male fertility. Science 308: 1466-1469.

Anas J., Alberts A.S.. Brindle P., Claret EX.. Smeal T., Karin M.. Feramisco J., and Montminy M., 1994. Activation of cAMP and mitogen responsive genes relies on a common nuclear factor Nature 370: 226-229.

Am P.H., Williams C.A., Zori R.T., Driscoll D.J., and Rosenblatt D.S., 1998. Methylenetetrahydrofolate reductase deficiency in a patient with phenotypic findings of Angelman syndrome. Am. J. Med. Genet. 77: 198-200.

Bachman K.E., Rountree M.R., and Baylin S.B., 2001 Dnmt3a and Dnmt3b are transcriptional repressors that exhibit unique localization properties to heterochromatin. J. Biol. Chem. 276: 32282-32287.

Bastepe M., Frohlich L.E, Hendy G.N., Indridason O.S., Josse R.G., Koshiyama H., Korkko J., Nakamoto J.M., Rosenbloom A.L., Slyper A.H., et al., 2003. Autosomal dominant pseudohypoparathyroidism type lb is associated with a heterozygous microdeletion that likely disrupts a putative imprinting control element of GNAS. J. Clin. Invest. 112: 1255-1263.

Bembe N.G., Mangelsdorf M., Jagla M., Vanderluit J., Garrick D., Gibbons R.J., Higgs D.R., Slack R.S., and Picketts D.J., 2005. The chro-matin-remodeling protein ATRX is critical for neuronal survival during corticogenesis. J.Clin. Invest. 115: 258-267.

Bickmore W.A. and van der Maarel S.M., 2003. Perturbations of chromatin structure in human genetic disease: Recent advances. Hum. Mol. Genet. 12: R207-R213.

Boerkoel C.E, Takashima H., John J., Yan J., Stankiewicz P., Rosen-barker L., Andre J.L., Bogdanovic R., Burguet A., Cockfield S., et al., 2002. Mutant chromatin remodeling protein SMAR-CAL1 causes Schimke immuno-osseous dysplasia. Nat. Genet. 30: 215-220.

Bottiglieri T., Hyland K., and Reynolds E.H., 1994. The clinical potential of ademethionine (S-adenosylmethionine) in neurological disorders. Drugs 48: 137-152.

Botto L.D. and Yang Q., 2000. 5,10-Methylenetetrahydrofolate reductase gene variants and congenital anomalies: A HuGE review. Am. J. Epidemiol. 151: 862-877.

Brattstrom L., Wilcken D.E., Ohrvik J., and Brudin L., 1998. Common methylenetetrahydrofolate reductase gene mutation leads to hyperhomocysteinemia but not to vascular disease: The result of a meta-analysis. Circulation 98: 2520-2526.

Brown V., Jin P., Ceman S., Darnell J.C., O’Donnell W.T., Tenen-baum S.A., Jin X., Feng Y., Wilkinson K.D., Keene J.D., et al., 2001. Microarray identification of FMRP-associated brain mRNAs and altered mRNA translational profiles in fragile X syndrome. Cell 107: 477-487.

Carney R.M., Wolpert CM., Ravan S.A., Shahbazian M., Ashley-Koch A., Cuccaro M.L., Vance J.M., and Pericak-Vance M.A., 2003. Identification of MeCP2 mutations in a series of females with autistic disorder. Pediatr. Neurol. 28: 205-211.

Caspary T., Cleary M.A., Perlman E.J., Zhang P., Elledge S.J., and Tilgh-man S.M., 1999. Oppositely imprinted genes p57 Kip2 and Igf2 interact in a mouse model for Beckwith-Wiedemann syndrome. Genes Dev. 13: 3115-3124.

Caudy A.A., Myers M., Hannon G.J., and Hammond S.M., 2002. Fragile X-related protein and VIG associate with the RNA interference machinery. Genes Dev. 16: 2491-2496.

Chen J., Giovannucci E.L., and Hunter D.J., 1999. MTHFR polymorphism, methyl-replete diets and the risk of colorectal carcinoma and adenoma among U.S. men and women: An example of gene-environment interactions in colorectal tumorigenesis. J.Nutr. 129: S560-S564.

Chen W.G., Chang Q., Lin Y., MeissnerA., West A. E., Griffith E.C., Jaenisch R., and Greenberg M.E., 2003. Derepression of BDNF transcription involves calcium-dependent phosphorylation of MeCP2. Science 302: 885-889.

Chen Z., Karaplis A.C., Ackerman S.L., Pogribny LP, Melnyk S., Lussier-Cacan S., Chen M.F., Pai A., John S.W., Smith R.S., et al., 2001. Mice deficient in methylenetetrahydrofolate reductase exhibit hyperhomocysteinemia and decreased methylation capacity, with neuropathology and aortic lipid deposition. Hum. Mol. Genet. 10: 433-443.

Chrivia J.C., Kwok R.P., Lamb N., Hagiwara M., Montminy M.R., and Goodman R.H., 1993. Phosphorylated CREB binds specifically to the nuclear protein CBP. Nature 365: 855-859.

Coffee B., Zhang E, Warren S.T., and Reines D., 1999. Acetylated histones are associated with FMR1 in normal but not fragile X-syndrome cells (erratum Nat. Genet. 22: 209 [1999]). Nat. Genet. 22: 98-101

Collins A.L., Levenson J.M., Vilaythong A.P., Richman R.D., Armstrong L., Noebels J.L., Sweatt J.D.. andZoghbi H.Y., 2004. Mild overexpression of MeCP2 causes a progressive neurological disorder in mice. Hum. Mol. Genet. 13: 2679-2689.

Cooney C.A., 1993. Are somatic cells inherently deficient in methylation metabolism? A proposed mechanism for DNA methylation loss, senescence and aging. Growth Dev. Aging 57: 261-273.

CooperW.N., LuhanaA., EvansG.A., RazaH., Haire A.C., Gmndy R., Bowdin S.C., Riccio A., Sebastio G., Bliek J., et al., 2005. Molecular subtypes and phenotypic expression of Beckwith-Wiedemann syndrome. Eur. J. Hum. Genet. 13: 1025-1032.

Couvert P., Bienvenu T., AquavivaC., Poirier K., Moraine C., Gen-drot C., Verloes A., Andres C., Le Fevre A.C., Souville I., et al.. 2001. MECP2 is highly mutated in X-linked mental retardation. Hum. Mol. Genet. 10: 941-946.

Cox G.F., Burger J., Lip V., Mau U.A., Sperling K., Wu B.L., and Horsthemke B., 2002. Intracytoplasmic sperm injection may increase the risk of imprinting defects. Am. J. Hum. Genet. 71: 162-164

Curtin P., Pirastu M., Kan Y.W., Gobert-Jones J.A., Stephens A.D., and Lehmann H., 1985. A distant gene deletion affects p-globin gene function in an atypical y (^-thalassemia. J.Clin. Invest. 76: 1554-1558.

Darnell J.C., Jensen K.B., Jin P., Brown V., Warren S.T., and Darnell R.B., 2001. Fragile X mental retardation protein targets G quartet mRNAs important for neuronal function. Cell 107: 489-499.

Darnell J.C., Fraser C.E., Mostovetsky O., Stefani G., Jones T.A., Eddy S.R., and Darnell R.B., 2005. Kissing complex RNAs mediate interaction between the Fragile-X mental retardation protein KH2 domain and brain polyribosomes. Genes Dev., 19: 903-918.

DeBaun M.R., Niemitz E.L., and Feinberg A.P., 2003. Association of in vitro fertilization with Beckwith-Wiedemann syndrome and epigenetic alterations of LIT1 and HI9. Am. J. Hum. Genet. 72: 156-160.

Dennis C., 2003. Epigenetics and disease: Altered states. Nature 421: 686-688.

Ding E, Prints Y., Dhar M.S., Johnson D.K., Gamacho-Montero C., Nicholls R.D., and Francke U., 2005. Lack of Pwcr1/MBII-85 snoRNA is critical for neonatal lethality in Prader-Wlli syndrome mouse models. Mamm. Genome 16: 424-431.

Driscoll M.C., Dobkin C.S., and Alter B.P., 1989. ???-thalassemia due to a de novo mutation deleting the 5’ p-globin gene activation-region hypersensitive sites. Proc. Natl. Acad. Sci. 86: 7470-7474.

Eggermann T, Wollmann H.A., Kuner R., Eggermann K., Enders H., Kaiser P., and Ranke M.B., 1997. Molecular studies in 37 Silver-Russell syndrome patients: Frequency and etiology of uniparental disomy. Hum. Genet. 100: 415-419.

Ehrlich M., 2003. The ICF syndrome, a DNAmethyltransferase 3B deficiency and immunodeficiency disease. Clin. Immunol 109: 17-28.

Ehrlich M., Buchanan K.L., Tsien F., Jiang G., Sun B., Uicker W., Weemaes C.M., Smeets D., Sperling K., Belohradsky B.H., et al., 2001. DNA methyltransferase 3B mutations linked to the ICF syndrome cause dysregulation of lymphogenesis genes. Hum. Mol. Genet. 10: 2917-2931.

Engel E., 1980. A new genetic concept: Uniparental disomy and its potential effect, isodisomy. Am. J. Med. Genet. 6: 137-143.

Fattal-Valevski A., Bassan H., Korman S.H., Lerman-Sagie T., Gutman A., and Harel S., 2000. Methylenetetrahydrofolate reductase deficiency: Importance of early diagnosis./. Child Neurol. 15: 539-543.

Feng Y., Absher D., Eberhart D.E., Brown V., Maker H.E., and Warren S.T., 1997. FMRP associates with polyribosomes as an mRNP, and the I304N mutation of severe fragile X syndrome abolishes this association. Mol Cell 1: 109-118.

Flint J., Thomas K., Micklem G., Raynham H., Clark K., Doggett N.A., King A., and Higgs D.R., 1997. The relationship between chromosome structure and function at a human telomeric region. Nat. Genet. 15: 252-257.

Forrester W.C., Epner E., Driscoll M.C., Enver T., Brice M., Papa-yannopoulouT., andGroudine M., 1990. A deletion of the human beta-globin locus activation region causes a major alteration in chromatin structure and replication across the entire beta-globin locus. Genes Dev. 4: 1637-1649.

Fraga M.E., Ballestar E., Paz M.E., Ropero S., Setien E., Ball-estar M.L., Heine-Suner D., Cigudosa J.C., Urioste M., Benitez J., et al., 2005. Epigenetic differences arise during the lifetime of monozygotic twins. Proc. Natl. Acad. Sci. 102: 10604-10609.

Gabellini D., Green M.R., and Tupler R., 2002. Inappropriate gene activation in FSHD: A repressor complex binds a chromosomal repeat deleted in dystrophic muscle. Cell 110: 339-348.

Gibbons R.J., Picketts D.J., Villard L., and Higgs D.R., 1995. Mutations in a putative global transcriptional regulator cause X-linked mental retardation with alpha-thalassemia (ATR-X syndrome). Cell 80: 837-845.

Gibbons R.J., Pellagatti A., Garrick D., Wood W.G., Malik N., Ayyub H., Langford C., Boultwood J.. Wainscoat J.S., and Higgs D.R., 2003. Identification of acquired somatic mutations in the gene encoding chromatin-remodeling factor ATRX in the a-thalassemia myelodysplasia syndrome (ATMDS). Nat. Genet. 34: 446-449.

Gicquel C., Rossignol S., Cabrol S., Houang M., Steunou V., Barbu V., Danton R., Thibaud N., Le Merrer M., Burglen L., et al., 2005. Epimutation of the telomeric imprinting center region on chromosome llpl5 in Silver-Russell syndrome. Nat. Genet. 37: 1003-1007.

Gowher H. and Jeltsch A., 2002. Molecular enzymology of the catalytic domains of the Dnmt3a and Dnmt3b DNA methyl-transferases. J. Biol. Chem. 277: 20409-20414.

Goyette P., Sumner J.S., Milos R., Duncan A.M., Rosenblatt D.S., Matthews R.G., and Rozen R., 1994. Human methylenetetrahydrofolate reductase: Isolation of cDNA, mapping and mutation identification. Nat. Genet. 7: 195-200.

Grosveld E., 1999. Activation by locus control regions? Curr. Opin. Genet. Dev. 9: 152-157.

Hagberg B.. Aicardi J., Dias K., and Ramos O., 1983. A progressive syndrome of autism, dementia, ataxia, and loss of purposeful hand use in girls: Rett’s syndrome: Report of 35 cases. Ann. Neurol. 14: 471-479.

Hagerman P.J. and Hagerman R.J., 2004. The fragile-X premutation: A maturing perspective. Am. J. Hum. Genet. 74: 805-816.

Hagerman R.J., Van Housen K., Smith A.C., and McGavran L., 1984. Consideration of connective tissue dysfunction in the fragile X syndrome. Am. J. Med. Genet. 17: 111-121.

Handa V., Saha T., and Usdin K., 2003. The fragile X syndrome repeats form RNA hairpins that do not activate the interferon-inducible protein kinase, PKR, but are cut by Dicer. Nucleic Acids Res. 31: 6243-6248.

Hansen R.S., Wijmenga C., Luo P., Stanek A.M., Canfield T.K., Weemaes CM., and Gartler S.M., 1999. The DNMT3B DNA methyltransferase gene is mutated in the ICF immunodeficiency syndrome. Proc. Natl. Acad. Sci. 96: 14412-14417.

Harikrishnan K.N., Chow M.Z., Baker E.K., Pal S., Bassal S., Bra-sacchio D., Wang L.. Craig J.M., Jones PL., Sif S., and El-Osta A., 2005. Brahma links the SWI/SNF chromatin-remodeling complex with MeCP2-dependent transcriptional silencing. Nat. Genet. 37: 254-264.

Hark A.T., Schoenherr C.J., Katz D.J., Ingram R.S., Levorse J.M., andTilghman S.M., 2000. CTCF mediates methylation-sensitive enhancer-blocking activity at the H19/Igf2 locus. Nature 405: 486-489.

Harrison C.J., Jack E.M., Allen T.D., and Harris R., 1983. The fragile X: A scanning electron microscope study. /. Med. Genet., 20: 280-285.

Hasegawa T., Hara M., Ando M., Osawa M., Fukuyama Y., Taka-hashi M., and Yamada K., 1984. Cytogenetic studies of familial Prader-Willi syndrome. Hum. Genet. 65: 325-330.

Hayward B.E., Kamiya M., Strain L., Moran V., Campbell R., Hayashizaki Y, and Bonthron D.T., 1998. The human GNAS1 gene is imprinted and encodes distinct paternally and biallelically expressed G proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. 95: 10038-10043.

Henry I., Bonaiti-Pellie C., Chehensse V., Beldjord C, Schwartz C, Utermann G., and Junien C., 1991. Uniparental paternal disomy in a genetic cancer-predisposing syndrome. Nature 351: 665-667.

Hoal-van Helden E.G. and van Helden P.D., 1989. Age-related methylation changes in DNA may reflect the proliferative pc -tential of organs. Mutat. Res. 219: 263-266.

Horike S., Cai S., Miyano M., Cheng J.F., and Kohwi-ShigematsuT., 2005. Loss of silent-chromatin looping and impaired imprinting of DLX5 in Rett syndrome. Nat. Genet. 37: 31-40.

Hubbard VS., Davis P.B., di Sant’Agnese PA., Gorden P., and Schwartz R.H., 1980. Isolated growth hormone deficiency and cystic fibrosis: A report of two cases. Am. J. Dis. Chdd 134: 317-319.

Ingrosso D., Cimmino A., Pema A.F., Masella L., De Santo N.G., De Bonis M.L., Vacca M., D’Esposito M., D’Urso M., Galletti P., and Zappia V., 2003. Folate treatment and unbalanced methylation and changes of allelic expression induced by hyperhomo-cysteinaemia in patients with uraemia. Lancet 361: 1693-1699.

Ishizuka A., Siomi M.C., and Siomi H., 2002. A Drosophila fragile X protein interacts with components of RNAi and ribosomal proteins. Genes Dev. 16: 2497-2508.

Issa J.P., Ottaviano Y.L., Celano P., Hamilton S.R., Davidson N.E., and Baylin S.B., 1994. Methylation of the oestrogen receptor CpG island links ageing and neoplasia in human colon. Nat. Genet. 7: 536-540.

Jeanpierre M., Turleau C., Aurias A., Prieur M., Ledeist E., Fischer A., and Viegas-Pequignot E., 1993. An embryonic-like methylation pattern of classical satellite DNA is observed in ICF syndrome. Hum. Mol. Genet. 2: 731-735.

Jiang Y.H., Armstrong D., Albrecht U., Atkins C.M., Noebels J.L., Eichele C., Sweatt J. D., and Beaudet A. L., 1998. Mutation of the Angelman ubiquitin ligase in mice causes increased cytoplasmic p53 and deficits of contextual learning and long-term potentiation (see comments). Neuron 21: 799-811.

Jin P., Alisch R.S., and Warren S.T., 2004a. RNA and microRNAs in fragile X mental retardation. Nat. Cell Biol. 6: 1048-1053.

Jin P., Zamescu D.C., Zhang E., Pearson C.E., Lucchesi J.C., Moses K., and Warren S.T., 2003. RNA-mediated neurodegeneration caused by the fragile X premutation rCGG repeats in Drosophila. Neuron 39: 739-747.

Jin P., Zamescu D.C, Ceman S., Nakamoto M., Mowrey J., Jongens T.A., Nelson D.L., Moses K., and Warren S.T., 2004b. Biochemical and genetic interaction between the fragile X mental retardation protein and the micro RNA pathway. Nat. Neurosci. 7: 113-117.

Joyce J.A., Lam W.K., Catchpoole D.J., Jenks P., Reik W, Maher E.R., and Schofield P.N., 1997. Imprinting of IGF2 and H19: Lack of reciprocity in sporadic Beckwith-Wiedemann syndrome. Hum. Mol. Genet. 6: 1543-1548.

Kaufmann W.E., Jarrar M.H., Wang J.S., Lee Y.J., Reddy S., Bibat G., and Naidu S., 2005. Histone modifications in Rett syndrome lymphocytes: A preliminary evaluation. Brain Dev. 27: 331-339.

Kioussis D., Vanin E., deLange T., Flavell R.A., and Grosveld E.G., 1983. Beta-globin gene inactivation by DNA translocation in gamma beta-thalassaemia. Nature 306: 662-666.

Kishi N. and Macklis J.D., 2004. MECP2 is progressively expressed in post-migratory neurons and is involved in neuronal maturation rather than cell fate decisions. Mol. Cell. Neurosci. 27: 306-321.

KishinoT., Lalande M., andWagstaffJ., 1997. UBE3A/E6-APmutations cause Angelman syndrome. Nat. Genet. 15: 70-73.

Kondo T., Bobek M.P., Kuick R., Lamb B., Zhu X., Narayan A., Bourc’his D., Viegas-Pequignot E., Ehrlich M., and Hanash S.M., 2000. Whole-genome methylation scan in ICF syndrome: Hypomethylation of non-satellite DNA repeats D4Z4 and NBL2. Hum. Mol. Genet. 9: 597-604.

Korenke G.C., Fuchs S., Krasemann E., Doerr H.G., Wilichowski E., Hunneman D.H., and Hanefeld F., 1996. Cerebral adreno-leukodystrophy (ALD) in only one of monozygotic twins with an identical ALD genotype. Ann. Neurol. 40: 254-257.

Kwok R.P., Lundblad J.R., Chrivia J.C., Richards J.P., Bachinger H.P., Brennan R.G., Roberts S.G., Green M.R., and Goodman R.H., 1994. Nuclear protein GBP is a coactivator for the transcription factor CREB. Nature 370: 223-226.

Laggerbauer B.. Ostareck D., Keidel E.M.. Ostareck-Lederer A., and Fischer U., 2001. Evidence that fragile X mental retardation protein is a negative regulator of translation. Hum. Mol. Genet. 10: 329-338.

Ledbetter D.H., Riccardi V.M., Airhart S.D., Strobel R.J., Keenan B.S., and Crawford J. D., 1981. Deletions of chromosome 15 as a cause of the Prader-Willi syndrome. N. Engl. J. Med. 304: 325-329.

Lee M.P., DeBaun M.R., Mitsuya K., Galonek H.L., Brandenburg S., Oshimura M., and Feinberg A.P., 1999. Loss of imprinting of a paternally expressed transcript, with antisense orientation to KVLQT1, occurs frequently in Beckwith-Wiedemann syndrome and is independent of insulin-like growth factor II imprinting. Proc. Natl. Acad. Sci. 96: 5203-5208.

Lemmers R.J., de Kievit P, Sandkuijl L., Padberg G.W., van Ommen G.J., Frants R.R., and van der Maarel S.M., 2002. Facioscapulohumeral muscular dystrophy is uniquely associated with one of the two variants of the 4q subtelomere. Nat. Genet. 32: 235-236.

Lewis J.D., Meehan R.R., Henzel W.J., Maurer-Fogy I., Jeppesen P., Klein F., and Bird A., 1992. Purification, sequence, and cellular localization of a novel chromosomal protein that binds to methylated DNA. Cell 69: 905-914.

Li Z., Zhang Y., Ku L., Wilkinson K.D., Warren S.T., and Feng Y., 2001. The fragile X mental retardation protein inhibits translation via interacting with mRNA. Nucleic Acids Res. 29: 2276-2283.

Liu D., Diorio J., Tannenbaum B., Caldji C., Francis D., Freedman A., Sharma S., Pearson D., Plotsky P.M., and Meaney M.J., 1997. Maternal care, hippocampal glucocorticoid receptors, and hypothalamic-pituitary-adrenal responses to stress Science 277: 1659-1662.

Lubs H.A., 1969. A marker X chromosome. Am. J. Hum. Genet. 21: 231-244.

Ludwig M., Katalinic A., Gross S., Sutcliffe A., Varon R., and Horst-hemke B., 2005. Increased prevalence of imprinting defects in patients with Angelman syndrome bom to subfertile couples. J. Med. Genet. 42: 289-291.

Ma J., Stampfer M.J., Giovannucci E., Artigas C, Hunter D.J., Fuchs C, Willett W.C., Selhub J., Hennekens C.H., and Rozen R.. 1997. Methylenetetrahydrofolate reductase polymorphism, dietary interactions, and risk of colorectal cancer. Cancer Res. 57: 1098-1102.

Magenis R.E., Brown M.G., Lacy D.A., Budden S., and LaFranchi S., 1987. Is Angelman syndrome an alternate result of del( 15) (qllql3)?Am/. Med. Genet. 28: 829-838.

Martin J. and Bell J., 1943. A pedigree of mental defect showing sex-linkage. Arch. Neurol. Psychiat. 6: 154-157.

Martinowich K., Hattori D., Wu F.L., Fouse S., He E., Hu Y., Fan G., and Sun Y.E., 2003. DNA methylation-related chromatin remodeling in activity-dependent Bdnf gene regulation. Science 302: 890-893.

Mathews K.D., 2003. Muscular dystrophy overview. Genetics and diagnosis. Neurol Clin. 21: 795-816

Matsuura T., Sutcliffe J.S., Fang P., Galjaard R.J., Jiang Y.H., Benton C.S., Rommens J.M., and Beaudet A.L., 1997. De novo truncating mutations in E6-AP ubiquitin-protein ligase gene (UBE3A) in Angelman syndrome. Nat. Genet. 15: 74-77.

Mayr B. and Montminy M., 2001. Transcriptional regulation by the phosphoiylation-dependent factor CREB. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2: 599-609.

Mays- Hoopes L.L., 1989. Age-related changes in DNA methylation: Do they represent continued developmental changes? Int. Rev. Cytol. 114: 181-220.

McDowell T.L., Gibbons R.J., Sutherland F.L, O’Rourke D.M., Bickmore W.A., Pombo A., Turley H., Gatter K., Picketts D.J., Buckle V.J., et al., 1999. Localization of a putative transcriptional regulator (ATRX) at pericentromeric heterochromatin and the short arms of acrocentric chromosomes. Proc. Natl. Acad. Sci. 96: 13983-13988.

Meguro M., Mitsuya K., Nomura N., Kohda M., KashiwagiA., Nishigaki R., Yoshioka H., Nakao M., Oishi M., and Oshimura M., 2001. Large-scale evaluation of imprinting status in the Prader-Willi syndrome region: An imprinted direct repeat cluster resembling small nucleolar RNA genes. Hum. Mol. Genet. 10: 383-394.

Meins M., Lehmann J., Gerresheim F., Herchenbach J., Hagedom M., Hameister K., and Epplen J.T., 2005. Submicroscopic duplication in Xq28 causes increased expression of the MECP2 gene in a boy with severe mental retardation and features of Rett syndrome. J. Med. Genet. 42: e12.

Meloni I., Bruttini M., Longo I., Mari E., Rizzolio F. D’Adamo P.. Den-vriendt K., Fryns J.P., Toniolo D., and Renieri A., 2000. A mutation in the Rett syndrome gene, MECP2, causes X-linked mental retardation and progressive spasticity in males. Am. J. Hum. Genet. 67: 982-985.

Mullaney B.C., Johnston M.V., and Blue M.E., 2004. Developmental expression of methyl-CpG binding protein 2 is dynamically regulated in the rodent brain. Neuroscience 123: 939-949.

Murata T., Kurokawa R., Krones A., Tatsumi K., Ishii M., Taki T., Masuno M., Ohashi H, Yanagisawa M., Rosenfeld M.G.. et al., 2001. Defect of histone acetyltransferase activity of the nuclear transcriptional coactivator CBP in Rubinstein-Taybi syndrome Hum. Mol. Genet. 10: 1071-1076.

Nan X., Campoy F.J., and Bird A., 1997. MeCP2 is a transcriptional repressor with abundant binding sites in genomic chromatin. Cell 88: 471-481.

Neul J.L. and Zoghbi H.Y., 2004. Rett syndrome: A prototypical neurodevelopmental disorder. Neuroscientist 10: 118-128.

Nicholls R.D., Knoll J.H.M., Butler M.G., Karam S., and Lalande M., 1989. Genetic imprinting suggested by maternal heterodisomy in nondeletion Prader-Willi syndrome. Nature 342: 281-285.

Nuber U.A., Kriaucionis S., RoloffT.C., Guy J., Selfridge J., Stein-hoff G, Schulz R., Lipkowitz B., Ropers H.H., Holmes M.C., and Bird A., 2005. Up-regulation of glucocorticoid-regulated genes in a mouse model of Rett syndrome. Hum. Mol. Genet. 14: 2247-2256.

Ogryzko V.V., Schiltz R.L., Russanova V., Howard B.H., and Naka-tani Y., 1996. The transcriptional coactivators p300 and CBP are histone acetyltransferases. Cell 87: 953-959.

Ohta T., Gray T.A., Rogan P.K., Buiting I.C., Gabriel J.M., Saitoh S., Muralidhar B., Bilienska B., Krajewska-Walasek M., Driscoll D.J., et al., 1999. Imprinting-mutation mechanisms in Prader-Willi syndrome. Am. J. Hum. Genet. 64: 397-413.

Okano M., Bell D.W., Haber D.A., and Li E., 1999. DNA meth-yltransferases Dnmt3a and Dnmt3b are essential for de novo methylation and mammalian development. Cell 99: 247-257.

Orstavik K.H., Eiklid K., van der Hagen C.B., Spetalen S., Kierulf K., Skjeldal O., and Buiting K., 2003. Another case of imprinting defect in a girl with Angelman syndrome who was conceived by intracytoplasmic semen injection. Am. J. Hum. Genet. 72: 218-219.

Petrij E., Giles R.H., Dauwerse H.G., Sans J.J., Hennekam R.C., Masuno M., Tommerup N., van Ommen G J., Goodman R.H., Peters D.J., et al., 1995. Rubinstein-Taybi syndrome caused by mutations in the transcriptional co-activator CBP. Nature 376: 348-351.

Petroms A., 2004. The origin of schizophrenia: Genetic thesis, epigenetic antithesis, and resolving synthesis. Biol. Psychiatry 55: 965-970.

Picketts D.J., Higgs D.R., Bachoo S., Blake D.J., Quarrell O.W., and Gibbons R.J., 1996. ATRX encodes a novel member of the SNF2 family of proteins: Mutations point to a common mechanism underlying the ATR-X syndrome. Hum. Mol. Genet. 5: 1899-1907.

Pieretti M., Zhang E., Fu Y.-H., Warren S.T., Oostra B.A., Caskey C.T., and Nelson D. L., 1991. Absence of expression of the FMR-1 gene in fragile X syndrome. Cell 66: 817-822.

Ping A.J., Reeve A.E., Law D.J., Young M.R., Boehnke M., and Feinberg A.P., 1989. Genetic linkage of Beckwith-Wiedemann syndrome to 1 lpl5. Am. J. Hum. Genet. 44: 720-773.

Prawitt D., Enklaar T., Gartner-Rupprecht B., Spangenberg C., Oswald M., Lausch E., Schmidfke P., Reutzel D., Fees S., Lucito R., et al., 2005. Microdeletion of target sites for insulator protein CTCF in a chromosome 1 lpl5 imprinting center in Beckwith-Wiedemann syndrome and Wilms’ tumor. Proc. Natl. Acad. Sci. 102: 4085-4090.

Rampersaud G.C., Kauwell G.P., Hutson A.D.. Cerda J.J., and Bailey L.B., 2000. Genomic DNA methylation decreases in response to moderate folate depletion in elderly women. Am. J. Clin.Nutr. 72: 998-1003.

Reik W., 1989. Genomic imprinting and genetic disorders in man. Trends Genet. 5: 331-336.

Reynolds E.H., Carney M.W., and Toone B.K., 1984. Methylation and mood. Lancet 2: 196-198.

Richards B.W., Sylvester P.E., and BrookerC., 1981. Fragile X-linked mental retardation: The Martin-Bell syndrome. J. Merit. Defic. Res. 25: 253-256.

Roelfsema J.H., White S.J., Ariyurek Y., Bartholdi D., Niedrist D., Papadia E., Bacino C.A., den Dunnen J.T., van Ommen G.J., Breuning M.H., et al., 2005. Genetic heterogeneity in Rubinstein-Taybi syndrome: Mutations in both the CBP and EP300 genes cause disease. Am. J. Hum. Genet. 76: 572-580.

Rougeulle C., Cardoso C., Fontes M., Colleaux L., and Lalande M., 1998. An imprinted antisense RNA overlaps UBE3A and a second maternally expressed transcript. Mat Genet., 19: 15-16.

Rozen R., 1996. Molecular genetics of methylenetetrahydrofolate reductase deficiency. /. Inherit. Metab. Dis., 19: 589-594.

Runte M., Varon R., Horn D., Horsthemke B., and Buiting K., 2005. Exclusion of the C/D box snoRNA gene cluster HBII-52 from a major role in Prader-Willi syndrome. Hum. Genet. 116: 228-230.

Schimke R.N., Horton W.A., and King C.R., 1971. Chondroitin-6-sulphaturia, defective cellular immunity, and nephrotic syndrome. Lancet 1: 1088-1089.

Schule B., Albalwi M., Northrop E., Francis D.L., Rowell M., Slater H.R., Gardner R.J., and Francke U., 2005. Molecular breakpoint cloning and gene expression studies of a novel translocation t(4; 15)(q27 ;ql 1.2) associated with Prader-Willi syndrome. BMC Med. Genet. 6: 18.

Schwahn B. and Rozen R., 2001. Polymorphisms in the methylenetetrahydrofolate reductase gene: Clinical consequences. Am. J. Pharmacogenomics 1. 189-201.

Shahbazian M.D., Antalffy B., Armstrong D.L., and Zoghbi H.Y., 2002a. Insight into Rett syndrome: MeCP2 levels display tissue- and cell-specific differences and correlate with neuronal maturation. Hum. Mol. Genet. 11: 115-124.

Shahbazian M., Young J., Yuva-Paylor L., Spencer C., Antalffy B., Noebels J., Armstrong D., Paylor R., and Zoghbi H., 2002b. Mice with truncated MeCP2 recapitulate many Rett syndrome features and display hyperacetylation of histone H3. Neuron 35: 243-254.

Smeets D.F., Moog U., Weemaes C.M.. Vaes-Peeters G., Merkx G.F., Niehof J.P., and Hamers G., 1994. ICF syndrome: A new case and review of the literature. Hum. Genet. 94: 240-246.

Smeets D.F., Hamel B.C., Nelen M.R., Smeets H.J., Bollen J.H., Smits A.P., Ropers H.H., and van Oost B.A., 1992. Prader-Willi syndrome and Angelman syndrome in cousins from a family with a translocation between chromosomes 6 and 15. A. Engl. J. Med. 326: 807-811.

Smilinich N.J., Day CD., Fitzpatrick G.V., Caldwell G.M., Lossie A.C., Cooper P.R., Smallwood A.C., Joyce J.A., Schofield P.N., Reik W., et al., 1999. A maternally methylated CpG island in KvLQTl is associated with an antisense paternal transcript and loss of imprinting in Beckwith-Wedemann syndrome. Proc. Natl. Acad. Sci. 96: 8064-8069.

Spence J.E., Perciaccante R.G., Greig G.M., Willard H.F., Ledbetter D.H., Hejtmancik J.F., Pollack M.S., O’Brien W.E., and Beaudet A.L., 1988. Uniparental disomy as a mechanism for human genetic disease. Am. J. Hum. Genet. 42: 217-226.

Spranger J., Hinkel G.K., Stoss H.. Thoenes W., Wargowski D., and Zepp E., 1991. Schimke immuno-osseous dysplasia: A newly recognized multisystem disease./. Pediatr. 119: 64-72.

Sun F.L., Dean W.L., Kelsey G., Allen N.D., and Reik W., 1997. Transactivation of Igf2 in a mouse model of Beckwith-Wiedemann syndrome. Nature 389: 809-815.

Suter C.M., Martin D.L., and Ward R.L., 2004. Germline epimuta-tion of MLH1 in individuals with multiple cancers. Nat. Genet. 36: 497-501.

Sutherland G.R., 1977. Fragile sites on human chromosomes: Demonstration of their dependence on the type of tissue culture medium. Science, 197: 265-266.

Taha D., Boerkoel C.F., Balfe J.W., Khalifah M., Sloan E.A., Barbar M., Haider A., and Kanaan H., 2004. Fatal lymphoproliferative disorder in a child with Schimke immuno-osseous dysplasia. Am. J. Med. Genet. A 131: 194-199.

Tommerup N., van der Hagen C.B., and Heiberg A., 1992. Tentative assignment of a locus for Rubinstein-Taybi syndrome to 16pl 3.3 by a de novo reciprocal translocation, t(7; 16)(q34;pl3.3). Am. J. Med. Genet. 44: 237-241

Tsai T.E., Jiang Y.H.. Bressler J., Armstrong D.. and Beaudet A.L., 1999. Paternal deletion from Snrpn to Ube3a in the mouse causes hypotonia, growth retardation and partial lethality and provides evidence for a gene contributing to Prader-Willi syndrome. Hum. Mol. Genet. 8: 1357-1364.

Tuck-Muller C.M., Narayan A., Tsien E., Smeets D.F., Sawyer J., Fiala E.S., Sohn O.S., and Ehrlich M., 2000. DNAhypomethyla-tion and unusual chromosome instability in cell lines from ICF syndrome patients. Cytogenet. Cell Genet. 89: 121-128.

Tupler R. and Gabellini D.. 2004. Molecular basis of facioscapulohumeral muscular dystrophy. Cell. Mol. Life Sci. 61: 557-566.

van Deutekom J.C, Wijmenga C., van Tienhoven E.A., Gruter A.M., Hewitt J.E., Padberg G.W., van Ommen G.J., Hofker M.H., and Frants R.R., 1993. FSHD associated DNA rearrangements are due to deletions of integral copies of a 3.2 kb tandemly repeated unit. Hum. Mol. Genet. 2: 2037-2042.

Van Esch H., Bauters M., Ignatius J., Jansen M., Raynaud M., Hollanders K., Lugtenberg D., Bienvenu T., Jensen L.R., Gecz J., et al., 2005. Duplication of the MECP2 region is a frequent cause of severe mental retardation and progressive neurological symptoms in males. Am. J. Hum. Genet. 77: 442-453.

VerkerkA. J.M.H., PierettiM., Sutcliffe J. S., FuY-H., KuhlD.RA., Pizutti A., Reiner O., Richards S., Victoria M.E, Zhang R., et al., 1991. Identification of a gene (FMR-1) containing a CGG repeat coincident with a breakpoint cluster region exhibiting length variation in fragile X syndrome. Cell 65: 905-914.

Villard L., Gecz J., Mattel J.F., Fontes M., Saugier-Veber P., Mun-nich A., and Lyonnet S., 1996. XNP mutation in a large family with Juberg-Marsidi syndrome. Nat. Genet. 12: 359-360.

Wan M., Zhao K., Lee S.S., and Francke U., 2001. A/FCP2 truncating mutations cause histone H4 hyperacetylation in Rett syndrome. Hum. Mol. Genet 10: 1085-1092.

Wan M., Lee S.S., Zhang X., Houwink-Manville I., Song H.R., Amir R.E., Budden S., Naidu S., Pereira J.L., Lo I.F., et al., 1999. Rett syndrome and beyond: Recurrent spontaneous and familial MECP2 mutations at CpG hotspots. Am. J. Hum. Genet. 65: 1520-1529.

Warren S.T. and Sherman S.L., 2001. The fragile X syndrome. In The metabolic and molecular bases of inherited disease, 8th edition (ed. C.R. Scriver et al.), vol. 1, pp. 1257-1289. McGraw-Hill, New York.

Waterland R.A. and Jirtle R.L., 2003. Transposable elements: Targets for early nutritional effects on epigenetic gene regulation. Mol. Cell. Biol. 23: 5293-5300.

Weatherall D.J., Clegg M.B., Higgs D.R., and Wood W.G., 2001. The hemoglobinopathies. In The metabolic & molecular bases of inherited disease, 8th edition (ed. C.R. Scriver et al.), pp. 4571-4636. McGraw-Hill, New York.

Weaver I.C., CervoniN., Champagne F.A., D’Alessio A.C., Sharma S., Seckl J.R., Dymov S., Szyf M., and Meaney M.J., 2004. Epigenetic programming by maternal behavior. Nat. Neurosci. 7: 847-854.

Weiler I.J. and Greenough W.T., 1999. Synaptic synthesis of the Fragile X protein: Possible involvement in synapse maturation and elimination. Am. J. Med. Genet. 83: 248-252.

Weksberg R., Smith A.C., Squire J., and Sadowski P., 2003. Beckwith-Wiedemann syndrome demonstrates a role for epigenetic control of normal development. Hum. Mol. Genet. 12: R61-R68

Weksberg R., Nishikawa J., Caluseriu O., Fei Y.L., Shuman C., Wei C., Steele L., Cameron J., Smith A., Ambus I., et al., 2001. Tumor development in the Beckwith-Wiedemann syndrome is associated with a variety of constitutional molecular 1 lpl5 alterations including imprinting defects of KCNQIOTI. Hum. Mol. Genet. 10: 2989-3000.

Weksberg R., Teshima I., Williams B.R., Greenberg C.R., Pueschel S.M., Chemos J.E., Fowlow S.B., Hoyme E., Anderson I.J., Whiteman D.A., et al., 1993. Molecular characterization of cytogenetic alterations associated with the Beckwith-Wiedemann syndrome (BWS) phenotype refines the localization and suggests the gene for BWS is imprinted. Hum. Mol. Genet. 2: 549-556.

Wijmenga C., Hewitt J.E., Sandkuijl L.A., Clark L.N., Wnght T.J., Dauwerse H.G., Gruter A.M., Hofker M.H., Moerer P., Williamson R., et al., 1992. Chromosome 4q DNA rearrangements associated with facioscapulohumeral muscular dystrophy. Nat. Genet. 2: 26-30.

Willemsen R., Hoogeveen-Westerveld M., Reis S., Holstege J., Severij-nen L.A., Nieuwenhuizen I.M.. Schrier M., Van Unen L., Tassone E., Hoogeveen A.T., et al., 2003. The FMR1 CGG repeat mouse displays ubiquitin-positive intranuclear neuronal inclusions; implications for the cerebellar tremor/ataxia syndrome. Hum. Mol. Genet. 12: 949-959.

Wolff G.L., Kodell R.L., Moore S.R., and Cooney C.A., 1998. Maternal epigenetics and methyl supplements affect agouti gene expression in A ?? mice. Faseb J. 12: 949-957.

Xu G.L., Bestor T.H., Bourc’his D., Hsieh C.L., Tommerup N, Bugge M.. Hulten M.. QuX., Russo J.J.. and Viegas-Pequignot E., 1999. Chromosome instability and immunodeficiency syndrome caused by mutations in a DNA methyltransferase gene. Nature 402: 187-191.

Yntema H.G., Poppelaars F.A., Derksen E., Oudakker A.R., van Roos-malen T, Jacobs A., Obbema H., Brunner H.G., Hamel B.C., and van Bokhoven H., 2002. Expanding phenotype of XNP mutations: Mild to moderate mental retardation. Am. J. Med. Genet. 110: 243-247.

Young J.I.. Hong E.P., Castle J., Crespo-Barreto J.. Bowman A.B., Rose M.F., Kang D., Richman R., Johnson J.M., Berget S., and Zoghbi H.Y., 2005. Inaugural article: Regulation of RNA splicing by the methylation-dependent transcriptional repressor methyl-CpG binding protein 2. Proc. Natl. Acad. Sci. 102: 17551-17558.

Zeev B.B., Yaron Y, Schanen N.C., Wolf H., Brandt N., Ginot N., Shomrat R., and Orr-Urtreger A., 2002. Rett syndrome: Clinical manifestations in males with MECP2 mutations. J. Child Neurol. 17: 20-24.